Фізіологія сільськогосподарських тварин. Практикум

В. В. Науменко, А. С. Дячинський, В. Ю. Демченко, І. Д. Дерев’янко ФІЗІОЛОГІЯ СІЛЬСЬКОГОСПОДАРСЬКИХ ТВАРИН ПРАКТИКУМ За...

Author: Науменко В.В. | Дячинський А.С. | Демченко В.Ю. | Дерев’ян ко І.Д.

83 downloads 1353 Views 2MB Size Report

This content was uploaded by our users and we assume good faith they have the permission to share this book. If you own the copyright to this book and it is wrongfully on our website, we offer a simple DMCA procedure to remove your content from our site. Start by pressing the button below!
Report copyright / DMCA form

DOWNLOAD PDF

В. В. Науменко, А. С. Дячинський, В. Ю. Демченко, І. Д. Дерев’янко

ФІЗІОЛОГІЯ СІЛЬСЬКОГОСПОДАРСЬКИХ ТВАРИН ПРАКТИКУМ За редакцією І. Д. Дерев’янка, А. С. Дячинського 3-тє видання, перероблене і доповнене Рекомендовано Міністерством освіти і науки України як підручник для студентів вищих навчальних закладів освіти III–IV рівнів акредитації зі спеціальностей «Ветеринарна медицина» та «Технологія виробництва і переробки продукції тваринництва»

Київ «Центр учбової літератури» 2009

ББК 45.2я73 УДК 636:591.1(076) Ф 50

Рецензенти: Грибан В. Г. — доктор біологічних наук, професор; Ніщеменко М. П. — доктор ветеринарних наук, професор; Тарасевич В. Ж., Саморай М. М. — кандидати біологічних наук, доценти

Науменко В. В., Дячинський А. С., Демченко В. Ю., Дерев’янко І. Д. Фізіологія сільськогосподарських тварин. Практикум. — 3-тє вид., пеФ 50 рероб. і допов. / За ред. І. Д. Дерев’янко, А. С. Дячинського. — К.: Центр учбової літератури, 2009. — 264 с. ISBN 978-966-364-968-9 Практикум написано відповідно до програми, затвердженої Головним управлінням кадрового забезпечення і аграрної освіти Мінсільгосппроду України 12 січня 1994 р. У практикуму описано методики проведення дослідів з вивчення фізіологічних процесів, що відбуваються в організмі тварин, хірургічних операцій, які роблять при підготовці тварин до гострих і хронічних експериментів. Він може бути корисним для викладачів, аспірантів, працівників галузі тваринництва та усіх хто цікавиться питаннями фізіології. ББК 45.2я73 УДК 636:591.1(076) ISBN 978-966-364-968-9

© Науменко В. В., Дячинський А. С., Демченко В. Ю., Дерев’янко І. Д., 2009 © Центр учбової літератури, 2009

ПЕРЕДМОВА Фізіології сільськогосподарських тварин відводиться особливе місце в підготовці лікарів ветеринарної медицини та зооінженерів. Вона є основою багатьох спеціальних дисциплін — патологічної фізіології, клінічної діагностики, терапії, зоогігієни, годівлі, розведення та ін. Висока продуктивність тварин — результат значної інтенсифікації всіх фізіологічних процесів у їх організмі, тому їх вивчення і розуміння на науковій основі дозволить максимально використати резервні сили організму тварини для потреб людини. Без глибокого знання фізіологічних процесів неможливо зрозуміти поведінку тварини, організувати їх раціональну годівлю, проводити профілактичні й лікувальні заходи. Ставлячи діагноз на те чи інше захворювання, лікар повинен добре знати роботу серця, легень, шлунка, кишок, нирок та інших органів у здоровому організмі. Теоретичні положення, висновки фізіології підкріплюються в дослідах на лабораторних і сільськогосподарських тваринах. Даний практикум покликаний допомогти студентам засвоїти основні положення курсу фізіології сільськогосподарських тварин, виробити відповідні навички, необхідні в майбутній роботі лікаря ветеринарної медицини та зооінженера. Виконання лабораторнопрактичних занять сприятиме формуванню в студентів матеріалістичного світогляду, розвитку аналітико-синтетичних здібностей. Практикум побудовано так, що, виконуючи ту чи іншу роботу, студент знайомиться з метою досліду, необхідними приладами, інструментами, реактивами, послідовністю проведення експерименту. Для більш глибокого засвоєння учбового матеріалу наприкінці кожного заняття наведено контрольні питання для самоперевірки.

3

ОСНОВНІ ПОЛОЖЕННЯ ФІЗІОЛОГІЧНОГО ЕКСПЕРИМЕНТУ Вивчення фізіологічних закономірностей полегшується тим, що їх можна відтворювати в експерименті, тому фізіологія вважається експериментальною наукою. Наукові дослідження в фізіології проводяться двома методами: аналітичним і синтетичним, а також багатьма методиками, такими, як екстирпація (видалення органів), трансплантація (пересаджування органів), денервація (позбавлення нервів), лігування (перев’язка кровоносних судин і нервів), катетеризація судин, перфузія органів (наповнення їх різними розчинами), фістульна методика із застосуванням зовнішніх анастомозів, методика електрофізіологічних досліджень тощо. Спочатку в фізіологічних дослідженнях переважав аналітичний метод із застосуванням вівісекції (живосічення). Прикладом можуть бути гострі досліди, що проводилися на тваринах під наркозом, однак часто одержані дані були неточними. Видатний експериментатор І. П. Павлов у своїх дослідах почав застосовувати синтетичний метод. Вивчаючи тварин з хронічними фістулами, він і його помічники одержали об’єктивні дані, завдяки яким було оновлено основні фізіологічні положення і майже заново створено вчення про фізіологію травлення. Багато вітчизняних вчених (С. В. Стояновський, О. В. Квасницький, С. Ю. Ярослав, А. М. Журбенко, А. А. Алієв, О. Д. Синєщоков, О. О. Кудрявцев та ін.) модифікували, вдосконалили павловські методи й використали їх для дослідження не лише лабораторних, а й сільськогосподарських тварин. На основі сучасних досягнень фізики, електроніки, кібернетики та інших наук дослідні інститути, зокрема Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, створили прилади та обладнання, які дозволяють проводити експерименти і досліджувати фізіологічні процеси в організмі на високому науковому рівні. Під час вивчення фізіології студенти мають опанувати основні фізіологічні методики і навчитися використовувати їх на лабораторнопрактичних заняттях. 4

Основні положення фізіологічного експерименту

Піддослідні тварини, їх утримання і фіксація Для демонстрації фізіологічних процесів і функцій, що мають місце в організмі, необхідні піддослідні тварини. Під час експериментів на лабораторно-практичних заняттях переважно використовують жаб, оскільки їх утримання не потребує значних витрат. Вони є найкращим об’єктом для проведення операцій, особливо під час вивчення фізіології нервів та м’язів, кровообігу, центральної нервової системи. Для дослідження фізіології травлення, дихання, вищої нервової діяльності, аналізаторів використовують собак і сільськогосподарських тварин (овець, телят, свиней, коней). У разі потреби на цих тваринах можна проводити операції накладання хронічних фістул на різні відділи шлунково-кишкового тракту. Тварин слід обирати здорових, з коротким волосяним покривом і широкою грудною кліткою. Для експериментів можна використовувати мишей, пацюків, кролів, курей, голубів та піших тварин. Всі вони потребують належного утримання, годування, догляду, особливо тварини з хронічними фістулами. Жаб краще селити у віварії восени, коли вони мають добрий фізіологічний тонус. Взимку їх слід утримувати у ваннах з проточною водою. Зафіксувати цих тварин під час експерименту неважко. Спочатку роблять декапування, тобто ножицями відрізають верхню щелепу жаби позаду очей (рис. 1, а), а потім їх знерухомлюють, руйнуючи спинний мозок (рис. 1, б). В експериментах, де необхідно мати неушкоджений спинний мозок, жаб фіксують шпильками на коркових дощечках. В разі потреби їх наркотизують під скляним ковпаком, куди кладуть ватний тампон, змочений ефіром.

Рис. 1

5

Фізіологія сільськогосподарських тварин. Практикум

Кролів і собак фіксують на дошках з головотримачами та отворами для мотузок (рис. 2). Для фіксації великих тварин використовують спеціальні станки (рис. 3). У разі їх відсутності тварин тримають за допомогою мотузної петлі або прив’язують за роги. Якщо цього недостатньо, використовують відвертаючі засоби — здавлювання ноРис. 2 согубного дзеркала пальцями, носовими щипцями (рис. 4, а) або носовим затискачем Кульсієва (рис. 4, б). Під час небольових досліджень на конях необхідно підняти одну з передніх кінцівок, зігнути її у зап’ясному суглобі й зафіксувати (рис. 5). При проведенні операцій в грудній і черевній порожнинах тварин фіксують в станках, спеціально виготовлених для різних видів тварин (рис. 6, а — стіл Виноградова, б — стіл Гайдановського і Розенблюма). Перед цим їх знерухомлюють за допомогою загального наркозу або місцевої анестезії. Це необхідно в разі виконання гострих дослідів, після яких тварина умертвляється значною дозою наркотичної речовини. Овець, кіз, телят найкраще наркотизувати перорально (через рот) алкоголем — розбавленим спиртом (40%-й) або горілкою з розрахунку 1,5–2 мл на 1 кг живої маси. Рис. 3 Собак наркотизують інгаляцією суміші ефіру з хлороформом в співвідношенні 1:3, попередньо ввівши під шкіру 1%-й солянокислий морфін з розрахунку 1 мл на 1 кг живої маси. Коли тварина вже перебуває в сонливому стані, їй на морду накладають Рис. 4 6


Рис. 5

Рис. 6

маску з ватним тампоном, змоченим сумішшю ефіру з хлороформом. Слід пам’ятати, що введення морфіну в собак може викликати блювання і дефекацію, тому їх краще наркотизувати на подвір’ї. Крім того, собак можна наркотизувати також ін’єкцією в черевну порожнину етаміналом натрію. Для невеликої собаки необхідно 3 таблетки по 0,1 г, а для великої — 4–5, які слід розчинити в 20 мл теплої води і ввести в черевну порожнину. Сон настає через 15–20 хв. Під час операцій на поросятах (накладання хронічних фістул на жовчний міхур і дванадцятипалу кишку) застосовують комбінований наркоз з алкоголю та інгаляцію сумішшю ефіру з хлороформом.

Прилади, інструменти і розчини, що використовують у фізіологічних експериментах Для вивчення такого фізіологічного процесу, як подразнення, що відбувається в м’язах і нервах, застосовують індукційний струм. Електричний подразник кращий за інші тому, що навіть в разі його тривалої дії тканина не змінює своєї структури. Крім того, за природою цей подразник близький до нервових імпульсів і його можна градуювати. Джерелом струму може бути акумулятор, а зміну сили струму і частоту подразнень забезпечує індукційна котушка з електромагнітним перервником (рис. 7, де 1 — шкала, 2 — клеми вторинної котушки; 3, 4 — котушки; 5, 7 — верхня і нижня клеми котушки; 6 — електромагнітний перервник). Змінюючи відстань між вторинною та первинною котушками, можна посилити чи послабити індукційний струм, час індукційних ударів зменшується зі зближенням котушок. 7


Рис. 7

Останнім часом для подразнення нервів і м’язів використовують випрямлячі, що перетворюють змінний струм на постійний. Ще кращими електростимуляторами є прилади, що дозволяють градуювати силу струму та забезпечувати різну частоту подразнення. Для подібних ритмічних подразнень використовують також метрономи (рис. 8, де а — простий: 1 — коромисло, 2, 5 — дротики, 3, 4 — чашки з ртуттю; 6 — клема, 7 — ключ; 8 — вимикач; б — електричний: 1 — динамік; 2 — відмітчик). При проведенні фізіологічних дослідів з подразнення тканин (м’яза чи нерва), крім акумулятора і проводів, треба мати електроди, які використовують для подразнення тканин імпульсним або змінним струмом. Їх виготовляють з міді, срібла, платини, нікелю, нержавію-

Рис. 8

8


Рис. 9

чої сталі. Найкращі електроди ті, що не окислюються і не викликають додаткових подразнень. Електроди бувають стимулюючі й відвідні. За формою вони можуть бути різними (рис. 9, а–в). На практичних заняттях можна користуватися стимулюючими електродами з мідного дроту діаметром 0,2–0,5 мм. Електроди ізольовано і нерухомо фіксують в ебонітовій, корковій, гумовій чи дерев’яній пластинці. Для зручності одні кінці проводів загинають, а інші — фіксують клемами або припаюють до проводів. При постійному струмі для запобігання явищам поляризації застосовують неполяризуючі електроди, які завжди виготовляють перед початком досліду (рис. 9, г). Вони складаються з двох скляних трубочок довжиною 3–4 см діаметром 3 мм 1, насиченого розчину сульфату цинку 3, цинкової емальгованої пластинки 4, яку виготовлюють, занурюючи цинкову пластинку на кілька хвилин в 10 %-й розчин сірчаної кислоти, а потім ртуть, каоліну 2, замішаного на розчині Рінгера або 0,6%-му розчині NaCl, яким закривають кінці скляної трубочки. В деяких випадках пробку роблять з гіпсу, в який вставляють м’яку волосяну щіточку. Пробки також можна виготовити з желатину або агар-агару, використовуючи при цьому фізіологічний розчин. Різні фізіологічні показники часто реєструються спеціальними приладами із записувальними пристроями. Найчастіше механічні рухи записують на кімографі (рис. 10, який складається з барабана 5, насадженого на вісь 3, що обертається за допомогою годинникового механізму, який заводиться ключем, надітим на штифт 6). Під барабаном на осі знаходиться диск 4, який приводиться в рух валиком осі 3 9


Рис. 10

годинникового механізму. Швидкість руху барабана залежить від розміщення валика на осі, чим він ближче до центра, тим барабан рухається швидше, а чим ближче до периферії — тим повільніше. Швидкість руху барабана можна змінювати регулятором обертів, насадки-флюгера 2, які можуть бути різного розміру. Якщо регулятор обертів зняти, то барабан кімографа рухатиметься з максимальною швидкістю. При тривалому записі рухових функцій використовують кімографи з додатковими циліндрами на штативі видовжувача або стрічко-

протяжні механізми (рис. 11, які складаються з підставки 1; борта 2; ебонітового валика 3; електромотора 4; приймальної та подавальної котушок для паперової стрічки 5, 6; столика 7; штатива 8 капсули Марея 9; відмітника часу 10; трансформатора 11). Основна вимога до кімографа — це рівномірність обертання циліндра. Перед дослідом на барабан кімографа наклеюють білий глянсовий папір і вкривають сажею за допомогою лампи з широким ґнотом. Після запису стрічку кімографа фіксують в 5%-му спиртовому розчині каніфолі або 3%му спиртовому розчині шелаку і висушують. Для фіксації стрічки кімографа можна використовува-

Рис. 11

10


Рис. 12

ти биті грамофонні платівки або розчин з 60 г каніфолі, 0,5 г воску і 1 л бензину. При фіксації необхідно, щоб закопчена стрічка рівномірно змочувалася згаданими розчинами і лежала закопченим боком вгору. Скорочення м’язів записують на міографі (рис. 12) різних систем (прямих 1, кутових 2) залежно від характеру скорочення. Частіше використовують двоплечий важіль Енгельмана, у якому коротке плече з’єднується з м’язом під прямим кутом, а довге — закінчується пером. Довжина плечей важеля впливає на амплітуду запису скорочень м’яза. Важелі виготовляють з легкого матеріалу (соломи, целулоїду, алюмінію та ін.). Іноді запис кривої фізіологічного явища роблять за допомогою повітряного методу передачі, застосовуючи капсулу Марея (рис. 13). Вона складається з круглої металевої чашечки з відростком, яка зверху закривається тоненькою гумовою мембраною 1. Посередині неї розміщена підпірка, на яку спирається рухомий важіль 2. Відросток капсули гумовою трубкою сполучається з відростком другої капсули. Остання може бути різної форми і вводиться в порожнинний орган або 11


Рис. 13

фіксується на тілі тварини (пневмограф). Зміна тиску повітря в другій капсулі, яка виникає під час роботи органа, передається на першу капсулу. Виникає коливання гумової мембрани капсули Марея і важеля, яке записується кінцем

його на стрічці кімографа. Реєструючі прилади, бюретки, пробірки, колби закріплюються на універсальному штативі (рис. 14). Наявність на ньому макро- і мікрогвинтів, а також системи рухливих важелів і стійок робить його незамінним при проведенні різних фізіологічних дослідів. Моторну функцію рубця жуйних тварин записують на румінографі Горянової (рис. 15), який складається з барабана 2 з годинниковим механізмом, металевого стрижня 3, подовжувача 4, шкали 6, розсувної пластинки 1, диска 5. При проведенні досліду румінограф закріплюють в лівій голодній ямці тварини так, щоб диск 5 торкався черевної стінки. Під час скорочення рубця черевна стінка піднімається і тисне на диск стрижня, з яким рухається перо, записуючи на барабані скорочення рубця. Кров’яний тиск в судинах або тиск в плевральній порожнині, молочній залозі вимірюють ртутним манометром (рис. 16), який складається з U-подібної скляної трубки 1, заповненої ртуттю, поплавка з пером 2 і шкали. В одному з колін манометра плаває поплаРис. 14 12


Рис. 15

вок, з’єднаний з пером. Друге коліно його з’єднується гумовою трубкою з канюлею або голкою, які вводяться в судину або замкнений простір, де вимірюється тиск. За шкалою манометра можна визначити значення тиску в міліметрах ртутного стовпчика. Для запису моменту подразнення або часу тривалості досліджуваної реакції застосовують механічні й електричні відмітчики часу. В механічного відмітчика часу основною частиною є годинниковий механізм. Кулачковий пристрій, що розміщений на осі годинникового механізму,дозволяє періодично змінювати плече пера. Прикладом пристрою такого типу є хронограф Жаке (рис. 17, де 1 — годинниковий механізм, 2 — перо). Рис. 16

13


Рис. 17

Електромагнітні відмітчики часу (рис. 18) є різних конструкцій, проте принцип роботи їх подібний. Основною їх частиною є електромагніт 1, обмотка якого вмикається в коло постійного струму (акумулятор 3–5 В), якоря із записувальним важелем 2. При проходженні струму якір притягується до електромагніта, опускаючи записувальний важіль, який робить відмітку на кімографі. Коли струм перестає проходити, пружина повертає якір в попереднє положення. Залежно від кількості електромагнітів і важелів електричні відмітчики бувають одинарні, подвійні, потрійні. Комбінований відмітник часу (рис. 19) дозволяє відзначати час з проміжками 1–5 с, які встановлюють шляхом натискання відповідної кнопки на щитку. Комбінований переривник, крім відмітки часу, має ще чотири електровідмітчики, що реєструють на кімографі час

Рис. 18

14


дії зовнішніх подразників (світло, дзвоник). Прилад використовують при вивченні вищої нервової діяльності тварин. Механічні дії перетворюються на електричні за допомогою різних датчиків. Вони дозволяють перетворювати різні фізичні величини на еквівалентні електричні сигнали і записувати за допомогою звичайних реєстраторів. Це дає змогу реєструвати такі Рис. 19 фізіологічні показники, як тиск крові, насичення її киснем, кровонаповнення органів, тони і шуми серця, пульс, температуру, зміни вмісту водневих іонів, скорочення м’язів, зміну центра маси тіла внаслідок перерозподілу крові в організмі тощо. Фізіологічний ефект можна перетворити в електричний в дослідах з графічною реєстрацією секреторної діяльності окремих органів (слинних залоз, шлунка, нирок, молочної залози) (рис. 20, де 1 — катетер; 2 — краплезамикач, 3 — електромагніт-відмітчик). В приладі коло електромагнітного відмітчика замикається падаючою краплею секрету.

Рис. 20

15


Для проведення фізіологічних експериментів використовують різні хірургічні інструменти — ножиці, скальпелі, голки, провідники, пінцети, затискачі, зонди, пилки, долота, трепани, трефіни, гострі ложечки, гачки, троакари, ранорозширювачі, голкотримачі, щипці для кісток, корцанги, жоми, хірургічні голки. Інструменти стерилізують шляхом кип’ятіння. Необхідно мати перев’язувальний та шовний матеріали. При проведенні лабораторно-практичних занять студенти використовують різні прилади, які описані в курсі фізіології сільськогосподарських тварин. Зазначимо, що в ході фізіологічних експериментів виникає необхідність періодично зволожувати тканини, зокрема м’язи і нерви, а також різні органи водним розчином солей. Осмотичний тиск цих розчинів має відповідати осмотичному тиску крові. Це так звані ізотонічні (фізіологічні) розчини, в яких вміст солей такий, як в крові чи міжклітинній рідині. До їх складу входить вода та хлорид натрію (0,85 %). Залежно від мети експерименту до такого розчину додають мінеральні та органічні речовини (табл. 1). Таблиця 1 Вміст солей в розчинах під час дослідів на холодно і теплокровних тваринах Речовина Н2О NaCl КСl СаСl2 NaHCО3 Na2HPО4 MgCl2 Глюкоза Кисень

16

Розчин Рінгера для Розчин РінгераРозчин Тіроде холоднокровних Локка для тепло- для теплокровних тварин кровних тварин тварин 100 мл 100 мл 100 мл 0,65 г 0,9 г 0,8 г 0,014 г 0,042 г 0,02 г 0,013 г 0,024 г 0,02 г 0,02 г 0,02 г 0,02 г — — 0,005 г — — 0,01 г — 0,1 г 0,1 г — Насичення киснем Насичення киснем

МЕТОДИ ВИВЧЕННЯ ТРАВЛЕННЯ В ТВАРИН В ХРОНІЧНИХ ДОСЛІДАХ Травлення в ротовій порожнині Фістула протоки привушної слинної залози собаки Мета: ознайомитися з методикою отримання слини в хронічних дослідах, вивчити залежність секреторної діяльності привушної слинної залози залежно від якості подразника, визначити в’язкість слини на різні подразники. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (собака), наркотичні речовини, набір хірургічних інструментів, тампони, марля, вазелін, фізіологічний розчин, колодій, дезинфікуючі речовини для оброблення рук, рани, шовний матеріал. Хід операції. Операцію проводять під загальним наркозом. Для собак найкращий наркоз — водний розчин етаміналу натрію. Собаку фіксують до станка черевом догори. Операційне поле готують на зовнішній поверхні щоки біля кута верхньої губи. На внутрішньому боці щоки відшукують проток привушної слинної залози на рівні 2–3-го верхнього корінного зуба у вигляді темно-коричневого пігментованого горбка (соска). Щоб не пошкодити протоку при операції в неї вводять на глибину 3–5 см тонкий зонд (рис. 21, де а — етапи операції на слинній привушній залозі: 1 — у протоку вставлено зонд і обрізано слизову навколо отвору протоки; 2 — на-

Рис. 21

17


кладено лігатури на вирізаний кружечок слизової; б — накладено шви на слизову отвору протоки). Сосочок і вивідну протоку навкруги зонда на відстані 5 мм відпрепаровують разом з слизовою та підслизовою оболонками у вигляді кружечка. Потім накладають дві прошивні лігатури і фіксують їх на краю кута рота; одну на передньому, а інші — на задньому кінцях кружечка. На відстані 4–5 см від кута рота скальпелем роблять прокол щоки. Через отвір проколу пінцетом Пеана захоплюють обидві лігатури, зонд витягують, а лігатури з протокою виводять назовні рани. Щоб запобігти перекручування протоки лігатури розміщують так, щоб передній край кружечка слизової оболонки після виведення протоки був тепер ззаду, а задній — спереду. На місці виведеної протоки шкіру зрізають діаметром 8–10 мм, а до її країв підшивають слизову оболонку сосочка. В порожнині рота на краю слизової оболонки накладають безперервний шов, а слизову з отвором протоки зшивають вузлуватим швом. Рану змащують стрептоцидовою емульсією і накривають марлевим тампоном, краї якого закріплюють клеолом. В перші 7–10 днів після операції в ротову порожнину собаки вливають до 10 мл 0,2%-го розчину соляної кислоти для посиленого слиновиділення та запобігання можливості запального процесу в протоці й зростання її просвіту. Після загоєння рани шви знімають через 10 діб. Через 4 дні після зняття швів собаку використовують для дослідів. Таким способом роблять фістули підщелепової й під’язикової слинних залоз. Собак з фістулами слинних залоз використовують для вивчення процесів секреції слинних залоз і вироблення рефлексів слиновиділення. Для спостереження над слиновиділенням собаки до шкіри з виведеним отвором протоки прикріплюють менделєєвською замазкою скляну лійку з градуйованою пробіркою. Новий метод фістули страховоду Собаку наркотизують морфінохлороформним наркозом, через 25 хв її фіксують на операційному столику. В собаки на рівні 3–5-го шийних хребців розтинають спереду стінку стравоходу на 20–30 мм (рис. 22). У цей розріз вставляють срібну або з нержавіючої сталі фістульну трубку (рис. 23, де а — трубка у вигляді трійника; б — металевий клапан, що затуляє головний хід фістульної трубки) і закріплюють її з обох боків 18

Методи вивчення травлення в тварин в хронічних дослідах

кисетними швами. Рану стравоходу зашивають, а навколо вивідної частини трубки або відростка також накладається кисетний шов.

Рис. 22

На зовнішній стінці стравоходу роблять глибокі насічки і зашивають їх вузлуватим швом. В такий спосіб утворюються рубці, що добре фіксують фістульну трубку. Після чого підтягнутий стравохід занурюється в рану, зашивається шкіра, загортаються її краї навколо відростка. Через 15 днів рана загоюється. Собаку в цей час годують через фістулу шлунка, яку за 20 днів раніше вшивають за методом Басова. Щоб отримати шлунковий сік через відросток необхідно вставити трубку з металевим клапаном, їжа при цьому не потрапляє до шлунка, а вивалюється через відросток. Решту часу бічний відросток закритий гумовою Рис. 23 пробкою, яка залишається і під час годівлі собаки, причому їжа до шлунка потрапляє через фістульну трубку.

Травлення в шлунку Накладання фістульної трубки на шлунок собаки (за В. О. Басовим) Операція накладання фістульної трубки на шлунок в собаки вперше була запропонована російським хірургом В. О. Басовим (1842). 19


Мета: опанувати операційною методикою накладання фістули на шлунок собаки для вивчення фізіології травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: собака, набір хірургічних інструментів, наркотичні речовини, шовний та перев’язувальний матеріали, засоби для оброблення рани і рук, фістула, фізіологічний розчин. Хід операції. Собаку під загальним наркозом фіксують на операційному столику черевом догори. Операційне поле готують за правилом асептики та антисептики. Відступивши на 2 см від мечоподібного відростка, проводять пошаровий розтин тканин за білою лінією довжиною до 8 см і проникають в черевну порожнину. Сальник зміщують в бік, пінцетом Пеана виймають шлунок на стерильну марлеву серветку (рис. 24, а). На передній поверхні шлунка в ділянці великої кривизни в зоні найменшої васкуляризацїї відступають від краю шлунка на 2–3 см, накладають перший серозно-м’язовий кисетний шов еліпсоподібної форми, використовуючи стерильний шовк № 6–8. Серозну та м’язову оболонки шлунка розрізають гострим скальпелем подовж осі кисетно-

Рис. 24

20


го шва, не доходячи до його кінця на 4–5 мм. Надрізають м’язовий шар, захоплюють пінцетом Пеана виступаючу підслизову й слизову оболонки шлунка і відрізають їх під кінцями пінцета ножицями (рис. 24, б). По краях отвору рани шлунка вводять фіксуючі гачки. Захопивши за край розрізу вирізкою на диску, обертальним рухом вводять диск в порожнину шлунка. Причому зовнішній диск попередньо скручують з фістульної трубки. Отвір трубки закривають пробкою. Підтримуючи фістульну трубку навису, затягують і зав’язують кисетний шов, попередньо вправляючи слизову оболонку в середину за допомогою очного пінцета. Потім накладають другий серозно-м’язовий кисетний шов, при затягуванні якого перший заглиблюється всередину (рис. 24, в). Краї серозної оболонки і фістульну трубку протирають тампоном, зволоженим ефіром. Марлеві серветки знімають, а фістульну трубку обтягують і обшивають сальником, шлунок вводять в черевну порожнину. По боках фістульної трубки на відстані 1–1,5 см на м’язовий шар стінки шлунка накладають дві підтримуючі лігатури, які проводять через сальник і товщу черевної стінки. Фістульну трубку вшивають в просвіт шкірної рани або виводять за допомогою троакара на бокову поверхню шкіри. Очеревину зашивають безперервним швом. Після закриття черевної рани зав’язують підтримуючі шви, підклавши під них марлеві тампони. М’язи та шкіру зашивають пошарово переривчастим швом. На фістульну трубку накручують зовнішній диск, під який підкладають марлеві валики змащені іхтіоловою, маззю (рис. 24, г). Підтримуючі шви знімають через добу, а шкірні — на 8 добу після операції. Через 15 діб після операції собаку використовують у хронічних дослідах при вивченні процесів травлення в шлунку. Операція малого ізольованого шлуночка (за І. П. Павловим та С. Ю. Ярославом) Дана операція розроблена І. П. Павловим в 1894 р. Ізольований малий шлуночок був одержаний з частини шлунка з максимально повним збереженням в ньому кровоносних судин і нервів. Цього досягають відрізанням шматка шлунка, коли м’язова та серозна оболонки залишаються з рештою шлунка непошкодженими разом з основною частиною нервових кровоносних шляхів. 21


Мета: опанувати методику утворення малого ізольованого шлуночка собаки (свині) для вивчення процесів травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: собака (свиня), фізіологічний розчин, розчин йоду, набір хірургічних інструментів, наркотичні речовини, колодій, шовний та перев’язувальний матеріали, фістульна трубка, засоби для оброблення рани і рук. Хід операції. Операцію проводять під загальним наркозом. Після підготовки операційного поля роблять розріз довжиною 8–12 см за білою лінією черева між мечоподібним відростком і пупком. Витягають шлунок, на кардіальну і пілоричну частини шлунка накладають гумові затискачі. Шлунок обкладають марлевими серветками, зволоженими фізіологічним розчином. На пілоричній частині шлунка намічають лінію розрізу між двома гумовими затискачами, що розміщені один від одного на відстані 4 см. Між ними від кардію до пілоруса розрізають обидві стінки шлунка передню і задню, залишаючи невелику ділянку на пілоричній частині для місточка між великим і малим шлуночками (рис. 25, зліва: шлунок собаки; АБ — лінія розрізу; В — ізольований шмат; 1, 2 — нервові сплетення; справа: А — великий шлунок; а — маленький ізольований шлуночок; 3 — слизова оболонка; 4, 5 — відповідно м’язовий і зовнішній шар; 6 — каучукова трубка на пробці (7) зі скляною трубочкою (8); 9 — шкіра черевної

Рис. 25

22


стінки; 10 — шов, накладений на м’язовий і серозний шари). Потім ізольований шмат шлунка обгортають марлею і розрізають слизову оболонку шлунка на містку (перешийку). Відсепаровують слизову оболонку в обидва боки від розрізу на відстані 6–7 см і розпочинають формування склепіння і містка. З цією метою накладають по три шви на м’язову і підслизову оболонки з боку малого шлуночка (рис. 26, б). В результаті накладання швів і лігатур слизова оболонка малого шлунка стає підтягнутою до країв його м’язів. Рис. 26 Аналогічним способом накладають шви на великий шлунок (рис. 26, а), після цього розпочинають формування перехідного містка. Для цього м’язові тканини з поверхні фіксують трьома лігатурами (рис. 26, 1–3). Потім закривають порожнини великого та малого шлуночків накладанням на слизову та м’язову оболонки відповідно безперервного кисетного шва і переривчастого. У верхньому кінці малого шлуночка вшивають фістульну трубку, а її кінець виводять через прокол черевної стінки назовні, фіксують фланцем з різьбою або ж вводять дренажну гумову трубку, через яку витікає вміст малого шлуночка. Операційну рану зашивають пошарово: серозну — безперервним, м’язи та шкіру — переривчастим швом з наступним накладанням марлевих валиків. При утворенні ізольованого шлуночка в свині перемичку м’язової оболонки між великим та малим шлуночками на відміну від собак роблять з одного наскрізного шва. Шви знімають через 8 діб, а через 14 діб тварину використовують для вивчення секреції, екскреції, регуляції роботи шлункових залоз та одержання чистого шлункового соку. Оскільки методика операції малого шлуночка за І. П. Павловим досить складна, то С. Ю. Ярослав її трохи спростив, і вона виглядає так. На шлунок накладають два довгих пінцети-затискачі (рис. 27, 23


Рис. 27

а); після розрізу обох стінок шлунка залишається місток. На цій ділянці розрізають слизову оболонку шлунка і накладають шви для утворення склепіння (рис. 27, б). При операції краще застосовувати вузлуваті шви на зовнішню стінку слизової оболонки, загортаючи останню всередину шлуночків (рис. 27, в). При цьому між шлуночками по м’язовій оболонці накладають дві або три лігатури, гумовими трубками шлунок затискається, а на кровоносні судини накладають лігатури. В малий шлуночок не завжди вводили фістульні трубки. Ця методика операції, як вважає автор, виправдовувала себе і на собаках, і на свинях.

Накладання фістули на рубець жуйних Мета: опанувати хірургічною методикою накладання фістули на рубець жуйних для вивчення травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: жуйна тварина, набір хірургічних інструментів, наркотичні речовини, засоби для оброблення операційного поля, рани, рук, перев’язувальний і шовний матеріали, фізіологічний розчин, розчин йоду, фістульна трубка, колодій, гумовий диск. Хід операції. Тварину фіксують на правому боці. Готують операційне поле в зоні лівої голодної ямки, застосовують місцеве навокаїнове знеболювання за методом міжхребцевої анестезії. Роблять розріз довжиною 6–10 см паралельно до останнього ребра на відстані 6 см. 24


М’язи роз’єднують пошарово тупим кінцем скальпеля. На очеревину після її розрізу накладають пінцет Пеана. Рану розширюють. Руками або пінцетом підтягують в просвіт рани стінку рубця і накладають на нього серозно-м’язовий кисетний шов по діаметру внутрішнього фланця фістульної трубки. Між стібками кисетного шва стінку рубця розрізають скальпелем або ножицями, фланець вводять в розріз стінки рубця і зав’язують кисетний шов. Поверх нього, утоплюючи перший, накладають другий серозно-м’язовий кисетний шов і затягують його. Поблизу фістульної трубки на рубець накладають кілька прошивних лігатур, що виводять на поверхню шкіри і зав’язують так, щоб стінка рубця тісно прилягала до черевної стінки. Кінець фістульної трубки за лігатуру виводять назовні через просвіт операційної рани і фіксують до прошивних лігатур зав’язуванням. Рану зашивають пошарово: серозну оболонку — безперервним швом, м’язи та шкіру — переривчастим швом з валиками. Розкриту рану змащують розчином йоду, присипають порошком стрептоциду, накладають колоїдну пов’язку. З метою герметичності рани на фістульну трубку накладають диск з гумової камери, який притискають до поверхні рани зовнішнім фланцем. На зовнішню поверхню фістульної трубки нагвинчують пробку з органічного скла. Шви знімають через 10 діб, а через 14 діб після операції піддослідну тварину використовують для вивчення процесів перетравлення корму, моторики рубця, процесів всмоктування і екскреції, а також ролі мікрофлори в травних і обмінних процесах. Утворення ізольованого рубця у вівці (за О. П. Гридіним) Мета: опанувати операційною методикою утворення ізольованого рубця у вівці для вивчення травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (вівця), набір хірургічних інструментів, наркотичні речовини, засоби для оброблення рук і рани, розчин йоду, фізіологічний розчин, пеніцилін, перев’язувальний і шовний матеріали. Хід операції. Тварину фіксують на правому боці. Проводять міжхребцеву та місцеву анестезію, готують операційне поле в зоні лівої голодної ямки. Пошаровий розтин черевної стінки роблять паралельно 25


до останнього ребра на відстані 6 см довжиною до 10 см. Шкіру та м’язи розрізають скальпелем, а очеревину — ножицями. Рану розширюють раневими гачками, в її просвіт виводять каудально-дорсальний сліпий виступ рубця, стінка якого найтовща. На рубець довжиною 12 см накладають два паралельних шви, шириною зверху 8 см та 5 см знизу, з наступним утворенням тканинного місточка. В зоні місточка роблять розріз слизової оболонки і відпрепаровують її в обидві боки на відстань 1,5 см. Краї серозно-м’язового місточка загортають всередину і зашивають вузлуватими швами, не травмуючи нервово-судинні шляхи. Зі стінок вирізають ділянки рубця, формують ізольований рубець; слизову оболонку зшивають безперервним швом і вгортають всередину, серозно-м’язові тканини прошивають вузлуватими швами шовку, а краї ізольованого рубця — кетгутом. В ізольований рубець вшивають фістульну трубку і фіксують. Канюлю виводять на поверхню шкіри через троакар. Шви на черевну стінку накладають пошарово: на слизову оболонку — безперервний, а на м’язово-серозну — вузлуватий. Шкіру зашивають переривчастими швами з валиком. Шви знімають через 9 діб, а на 14 добу піддослідну тварину використовують для вивчення процесів всмоктування, секреції та екскреції. Для підтримання природного стану слизової оболонки ізольованого рубця в його порожнину періодично вводять 3,45 мл оцтової та 1,1 мл пропіонової кислот з доданням бікарбонату натрію з рН 6. Даний розчин доводять дистильованою водою до об’єму 500 мл з наступним доданням тимолу.

Травлення в кишечнику Ізоляція відрізка кишечника в свиней за методом Тїрі–Велла Мета: опанувати операційну методику ізолювання ділянки тонкого кишечника в свині для вивчення фізіології травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (свиня), наркотичні речовини, засоби для оброблення рук, розчин йоду, фізіологічний розчин, набір хірургічних інструментів, шовк, марля, вата. 26


Хід операції. Операцію роблять під загальним наркозом. Тварину фіксують черевом догори й готують операційне поле. Черевну порожнину розтинають пошарово. В просвіт рани виводять ділянку тонкої кишки довжиною 20–30 см. В місцях резекції кишки накладають по два серозно-м’язових кисетних шви з обох боків на відстані 1 см. На рис. 28 заштриховано петлю Рис. 28 верхнього відділу тонкої кишки, підготовлену до ізоляції. Вертикальні лінії зазначають місця розрізу кишки: 1, 2 — передній та задній відділи кишки зашивають і з’єднують ентероентеростомозом, відкриті кінці ізольованої кишки а (задній) та б (передній) виводять на поверхню черева (3 — підшлункова залоза). Внутрішні шви перев’язують, Рис. 29 кишку перерізають і вирізають з обох боків ділянку кишки. На відрізки основного кишечника накладають кишкові жоми, кінці кишечника дезинфікують, зшивають за методом «бік в бік», відновлюючи прохідність кишечника. Кінці ізольованого кишечника виводять назовні, попередньо звузивши їх, слизову оболонку підшивають до м’язів кишечника серозно-м’язовими вузлуватими швами (рис. 29, позначення аналогічні рис. 28). Рану між кінцями ізольованого кишечника зашивають пошарово: очеревину — безперервним, м’язи й шкіру — переривчастим швами. Шви знімають через 8 діб. Через 14 діб піддослідну тварину з ізольованим відрізком кишечника за методом Тірі-Велла використовують для вивчення секреторно-екскреторних процесів всмоктування й моторики кишечника.

27


Методика накладання зовнішніх кишкових анастомозів у великої рогатої худоби (за О. Д. Синєщоковим) Мета: опанувати хірургічну методику утворення кишкових анастомозів для вивчення фізіології травлення в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: тварина, наркотичні речовини, засоби для оброблення рук, розчин йоду, фізіологічний розчин, стрептоцид, набір хірургічних інструментів, фістульні й гумові трубки, перев’язувальний і шовний матеріали. Хід операції. Тварину під загальним наркозом фіксують на лівому боці, в зоні голодної ямки готують операційне поле. Розрізають черевну стінку довжиною до 10 см ззаду останнього ребра паралельно до нього на відстані 2–3 см. Через розріз підтягують дванадцятипалу кишку, знаходять велику протоку підшлункової залози, відступивши 5 см нижче протоки, роблять непрохідність кишки, перерізаючи її. Впоперек кишки на відстані 1 см один від одного накладають чотири кисетних шви. Внутрішні кисетні шви накладають через всю стінку кишки, а зовнішні — через серозну оболонку. Внутрішніми швами кишечник перев’язують і між ними перерізають кишку, а зовнішніми після інвагінації кишечника зашивають кінні кишки. На обидва сліпі кінці ізольованого кишечника накладають серозно-м’язові кисетні шви, а в розрізи стінки між ними вводять і фіксують дві фістульні трубки на відстані 6–7 см між ними, кінці яких виводять через розрізи в черевній стінці на поверхню шкіри і фіксують (рис. 30, де 1 — фістульні трубки зовнішнього містка; 2 — гумова трубка, що з’єднує фістули; 3 — місце, де створюється непрохідність кишки; 4 — протока підшлункової залози; 5 — дванадцятипала кишка; 6 — черевна стінка; 7 — жовчна протока; 8 — печінка; 9 — стравохід; 10 — шлунок; 11 — пілорична частина шлунка). Рис. 30

28


Поверхню кишок навколо канюлі змащують 3%-м розчином аміаку, йодом і присипають порошком стрептоциду. Рану черевної стінки зашивають пошарово і накладають марлевий валик. Кінці обох виведених фістульних трубок з’єднують гумовою трубкою. Необхідно щоб оральна фістульна трубка розміщувалася трохи вище за каудальну з метою полегшення прохідності хімусу через анастомоз. Через тонкостінну прозору гумову або скляну трубку можна спостерігати хвилеподібне періодичне проходження хімусу через анастомоз. Під час дослідів на анастомованих тваринах можна підрахувати кількість хімусу і вивчити його хімічні показники. Для одержання хімусу з анастомозу необхідно його роз’єднати, а на кінці фістульних трубок одягти гумові трубки довжиною 40 см. Кінець подаючої фістульної трубки занурюють в посудину, а на кінець прийомної закріплюють лійку, через яку виливають в кишечник невикористаний для дослідів хімус. Кількість хімусу, що надходить, враховують через кожні 5 хв. З кожної проби беруть відповідну кількість хімусу (0,5–5%) для складання погодинних і добових проб, а також хімічних аналізів. Таким чином, завдяки методиці зовнішніх кишкових анастомозів досліджено багато важливих фізіологічних і біологічних процесів травлення в різних відділах травного тракту. Ця методика дозволяє вивчити як сумарну кількість травних соків головних травних залоз (слинних, шлункових, підшлункової залози та печінки), так і процеси евакуації хімусу та всмоктування поживних речовин в шлунковокишковому тракті. Накладання додатково ілеоцекального анастомозу дає можливість детально вивчити травлення, зокрема в тонкому й товстому кишечниках. Методика зовнішніх кишкових анастомозів дозволяє вивчити обмінні функції між органами травлення і кров’ю (проміжний обмін). При цьому в дослідах враховують: кількість прийнятого корму твариною протягом доби; добову кількість хімусу, що пройшов через анастомози, та калу. На основі хімічного аналізу корму, хімусу, калу можна обчислити коефіцієнти перетравлення поживних речовин, зокрема в шлунку, тонких і товстих кишках, кількість речовин, 29


що всмокталась в кишечник або виділених з крові речовин в травний канал. Накладання фістули на протоку підшлункової залози в собаки (за І. П. Павловим) Мета: опанувати операційною методикою накладання фістули на протоку підшлункової залози для вивчення її секреторної функції в хронічних дослідах. Для роботи необхідно: собака, наркотичні речовини, засоби для оброблення поля операції, рук, набір хірургічних інструментів, шовк, марля, вата, йод, фізіологічний розчин, фістула. Хід операції. Операцію роблять під загальним наркозом. Собаку фіксують на лівому боці. Операційне поле готують в ділянці правого підребер’я, для цього його тканини розтинають пошарово довжиною до 10 см. В просвіт рани підтягують дванадцятипалу кишку 1 і підходять до великої протоки 5 підшлункової залози, що знаходиться на відстані 3–4 см вище кута, утвореного дванадцятипалою кишкою і вільним кінцем підшлункової залози 4. Поряд з малою протокою та спільним її отвором З знаходиться жовчна протока 2 і спільний отвір 3 її і малої протоки підшлункової залози (рис. 31). Під велику протоку підводять навхрест два жолобуватих зонди, а на місці входження протоки в дванадцятипалу кишку роблять надріз серозно-м’язової оболонки кишки в формі трикутника, до країв якого підшивають три лігатури (рис. 32).

Рис. 31

30

Рис. 32


Дванадцятипалу кишку зашивають пошарово слизово-м’язовосерозними швами з наступним підшиванням її двома підтримуючими швами до очеревини і закріплюють лігатурами, що пропускають через товщу черевної стінки. Через вільний лівий край рани виводять вирізаний шматочок кишки з відпрепарованою протокою, яку закріплюють на поверхні шкіри лігатурами з лівого боку. Слизову оболонку підшитої ділянки кишечника вишкрябують, а підслизову — змащують розчином йоду. Черевну рану потрібно починати зашивати з очеревини безперервним швом, решту рани — пошарово. Щоб протока вільно проходила через черевну стінку, не стискувалася ні м’язами, ні швами, але тісно прилягала до країв шкіри, для цього з шкіри вирізають невеликий шматочок, що дорівнює шматочку кишки з протокою, і закріплюють швами. При пришиванні протоки потрібно усунути її натягування або перекручування. Для збирання підшлункового соку через протоку вставляють фістульну трубочку з канюлею. Шви знімають через 7 днів, а через 14 собаку використовують для вивчення секреторної діяльності підшлункової залози в хронічних дослідах. За оперованими собаками потрібний ретельний догляд, оскільки посилена секреція після операції виснажує тварину, а секрет підшлункової залози роз’їдає шкіру. Для усунення цих ускладнень піддослідній тварині через пряму кишку двічі на день вводять по 20–50 мл 10%-го розчину соди і щільно підв’язують пробку, щоб закрити вивідну протоку і перешкодити витіканню підшлункового соку. Собак після годівлі на три години ставлять в станок і закривають протоку зазначеним методом. Оперованим собакам обов’язково потрібно регулювати дієту. Накладання фістули на жовчний міхур і дванадцятипалу кишку в свійських птахів (за В.М. Шевчуком) Для вивчення процесів жовчовиділення в свійських птахів у хронічних дослідах В. М. Шевчук під керівництвом професора С. Ю. Ярослава опрацював Y-подібну жовчно-дуоденальну фістульну трубку і 31


методику її накладання на жовчний міхур і дванадцятипалу кишку при перев’язаних та перерізаних протоках в індиків і гусей. Фістульна трубка готується з оргскла. Канал її має форму патронника, а два вкладиші — форму патронів, чим забезпечується герметизація і запобігається просочування хімусу з дванадцятипалої кишки в порожнину фістули. Мета: опанувати хірургічною методикою накладання фістули на жовчний міхур і дванадцятипалу кишку в птахів. Для роботи необхідно: птах, засоби для оброблення операційного поля, рани, рук, фістула, набір хірургічних інструментів, перев’язувальний і шовний матеріали. Хід операції. За добу до операції птахів не годують. Птаха без наркозу фіксують на лівому боці з витягнутою назад лівою кінцівкою і вільною правою. З правого боку черевця в ділянці останніх ребер вискубують пір’я. Операційне поле миють теплою водою з милом, протирають стерильним фізіологічним розчином і обробляють йодовим спиртом. Пошаровий розтин тканин черевної стінки довжиною 4 см починають від кута, утвореного останнім ребром і латеральним краєм грудної кістки, відступивши 0,5–1,0 см в напрямку лобкової кістки. Повітряні мішки відпрепаровують від країв сальника і відтампоновують в напрямку хребта, і в просвіт рани підтягують висхідне коліно дванадцятипалої кишки, одночасно на синусно-кишковий і міхуровокишковий жовчні протоки накладають дві лігатури, між якими роблять розріз. Верхівку жовчного міхура захоплюють пінцетом Пеана, проколюють його ін’єкційною голкою і відсмоктують жовч. У просвіт жовчного міхура через верхівковий розріз вводять двофланцевий жовчний відросток фістули, який фіксують двома лігатурами. Першу лігатуру затягують повністю перед нижнім фланцем, чим запобігають надходженню жовчі в черевну порожнину, а другу лігатуру настромлюють між нижнім і верхнім фланцями. Завдяки цьому не порушується живлення тканин на місці та нижче її накладання, запобігається їх некроз. Однак виникає місцеве асептичне запалення стінок жовчного міхура, де утворюється сполучно-тканинне кільце, яке міцно утримує відросток фістули в жовчному міхурі. На дванадцятипалу кишку на відстані 0,7–1,0 см від місця впадіння жовчних протоків і протоки підшлункової залози накладають кисетний серозно-м’язовий шов. Між його стінками роблять розріз 32


і в просвіт кишки вводять еліпсоподібний фланець дуоденального відростка фістули. Шов затягують, а зверху на нього накладають інший — занурюючий шов. Через прокол між нижнім краєм рани і латеральною поверхнею латеральної кістки виводять різьбовий кінець тіла фістули назовні. Рану закривають пошаровим очеревинним безперервним м’язовим вузлуватим і шкірним вузлуватим швами з валиками. На кінець фістули нагвинчують зовнішній дископодібний фланець і патрубок з гумовою трубкою і жовчоприймачем. Жовч вільно виходить з міхура в жовчоприймач протягом доби, а з нею і слиз — результат операційного втручання (рис. 33, де а — в період між дослідами; б — під час дослідів: 1 — корпус фістули з дуоденальним відростком; 2 — жовчний відросток; 3 — робоча кришка; 4 — дослідна кришка; 5 — робочий вкладиш; 6 — клапан-піпетка; 7 — дослідний вкладиш; 8 — трубка для введення жовчі в дванадцятипалу кишку в період дослідів; 9 — зовнішній фланець; 10 — жовчний міхур; 11 — печінка; 12 — шприц з канюлею, приєднаний до трубки для введення

Рис. 33

33


жовчі в дванадцятипалу кишку; 13 — трубка для виведення жовчі в жовчоприймач; 14 — вентральна стінка дванадцятипалої кишки). Через добу після операції проводять огляд і туалет рани, знімають жовчоприймач, дослідну кришку і дослідний вкладиш замінюють робочим вкладишем з клапаном, а на кінець тіла фістули нагвинчують робочу кришку. Тепер жовч, вироблена печінкою, вільно надходить в дванадцятипалу кишку. Прооперованих птахів утримують на суворій післяопераційній дієті, лише на п’яту добу переводять на звичайний раціон. Шви з рани знімають через 7–8 діб, а через 14 діб тварину використовують для вивчення секреторної та екскреторної функцій печінки. Методика накладання фістул на сліпу і ободову кишки в телят раннього віку (за В. Ю. Демченком) Мета: опанувати хірургічною методикою накладання фістули на рубець телят для вивчення травлення в ранньому віці. Для роботи необхідно: теля 10–15-денноговіку, набір хірургічних інструментів, наркотичні речовини, засоби для оброблення операційного поля, рани, рук, фізіологічний розчин, перев’язувальний і шовний матеріали, дві фістули, 10%-на іхтіолова мазь. Хід операції. Тварину фіксують на лівому боці, проводять міжхребцеву анастезію в правій голодній ямці, готують операційне поле. За лінією розрізу тканини знеболюють пошарово 2%-м розчином новокаїну. Розріз роблять вертикально в ділянці правої голодної ямки, відступивши 2 см донизу від поперекових відростків поперекових хребців довжиною 10–12 см. Після пошарового розрізу тканин в рану підтягують головку сліпої кишки. Кишковими жомами віджимають вміст сліпої кишки в бік ободової. Кишкові жоми накладають по-чергово: перший на відстані 10 см від верхівки, а другий — на відстані 6–7 см від першого. На ділянці стінки сліпої кишки між жомами накладають кисетний шов, у центрі шва розрізають стінку, а в розріз вставляють нижній фланець фістульної трубки. Затягують кисетний шов навколо фістульної труб34


ки. Відступивши на 0,5 см від першого шва, накладають другий кисетний серозно-м’язовий шов і затягують його, утоплюючи перший. На ободову кишку накладають фістульну трубку на відстані 9–10 см від кінця сліпої кишки за такою методикою, як і на сліпу кишку. Обидві фістульні трубки виводять за допомогою троакара назовні шкіри і закріплюють верхніми фланцями фістульних трубок. Фістульну трубку ободової кишки виводять в зону голодної ямки на відстані 2 см донизу від поперекових відростків поперекових хребців, а трубку сліпої кишки виводять також в зону голодної ямки, нижче від першої фістульної трубки на 5 см каудально від останнього ребра. Рану зашивають пошарово. Під зовнішні фланці підкладають марлеві валики змащені 10%-ю іхтіоловою маззю як протизапальним антисептичним засобом. Після операції призначають 12-добову голодну дієту. Після цього протягом двох діб оперованій тварині випоюють цільне молоко — 1/3 добової норми. З 3-ї по 6-ту добу кількість молока збільшують до 1/2 добової норми. З 7-ї доби тварин переводять на загальний раціон за віком. Шви знімають через 12 діб, а через 14 — тварину використовують для вивчення бродильно-ферментативних та обмінних процесів у товстому кишечнику в телят за віком. Використання катетеризованих тварин в дослідах для вивчення процесів травлення і обміну речовин в сільськогосподарських тварин Методи катетеризації кровоносних судин в сільськогосподарських тварин є заключним етапом вивчення процесів травлення через проміжний обмін між кров’ю та органами піддослідних тварин. Фістульні методи дозволяють вивчити лише секреторні й бродильноферментативні процеси в системі травлення на початковому етапі. Науковці Боровського науково-дослідного інституту фізіології та біохімії сільськогосподарських тварин під керівництвом професора А. А. Алієва революціонізували значною мірою методи фістулювання травного тракту. Ними розроблено і впроваджено низку оригінальних методів з катетеризації кровоносних і лімфатичних судин у великої рогатої худоби, свиней, овець і птиці. А. А. Алієв з своїм колективом 35


через методи катетеризації відкрив доступ до будь-яких органів і тканин організму тварин в хронічних дослідах. Метод катетеризації у відтікаючі і притікаючі крові органів дозволяє вивчити кінетику продуктів метаболітів і повністю розкриває процеси травлення, синтезу, асиміляції, дисиміляції, а також механізм трансформації поживних речовин корму в тваринницьку продукцію. Інтенсивний розвиток промислового виробництва полімерних матеріалів дозволяє виготовляти синтетичні тканини й пластмасові трубки різних розмірів, катетери різного розміру та діаметра і лавсанового судинного протеза. Ступінчаста катетеризація ворітньої системи Для заключного вивчення процесів травлення шлунковокишкового тракту найдосконалішим методом є ступінчаста катетеризація. При цьому використовують накладання брижового катетера (рис. 34, де В — гілка брижової вени; БВ — брижова вена; ЛО — ліва ободово-кишкова вена; ЗБВ — загальна брижова вена; ШС — шлунково-селезінкова вена; ШД — шлунководванадпятипала кишкова вена; ВВ — ворітня вена; а — ангіокатетер в закритому положенні з боку судини; а1 — інкатетер у висунутому положенні при взятті крові із загальної брижової вени через обидва катетери; а2 — положення інкатетера при взятті крові з ворітної вени (через його) та із загальної брижової вени (через зовнішніш катетер); К — отвір інкатетера; Л — лігатура; Пч — печінка), який фіксується в будь-яких судинах, віддалених від ворітної вени. Для брижового катетера найдоцільніше брати ангіокатетер, що закривається з боку судини. В період операції вимірюють довжину від місця знаходження кінчика катетера до входження в дану судину бокових гілок. В період досліду, користуючись цими вимірюваннями, вводимо інкатетер, таким чином одержуємо кров з різних ділянок шлунково-кишкового тракту через вставлений єдиний основний катетер (рис. 34). Оскільки ворітна вена є великою магістральною судиною, в яку збирається відтікаюча кров від органів шлунково-кишкового тракту, то методом ступінчастої катетеризації через її гілки можна проникнути в каудальну порожнисту вену і, регулюючи розмірами просування 36


інтеркатетера, одержати венозну кров з різних відділів шлунковокишкового тракту.

Рис. 34

Перед накладанням ступінчастого катетера ворітної системи за 15 днів виводять під шкіру невелику ділянку сонної артерії, з якої беруть кров для дослідів. Відомо, що артеріальна кров у всіх ділянках організму однакова за складом. Тому взявши пробу артеріальної і венозної крові від певного органа, можна обчислити артеріовенозну різницю, а на основі одержаного результату диференціювати процеси обміну та всмоктування в різних ділянках шлунково-кишкового тракту і оцінити надходження продуктів метаболізму з травного тракту до тканин різних органів тваринного організму.

37

ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ . ТРАВЛЕННЯ ТРАВЛЕННЯ Життя тварин можливе тільки за умови постійного надходження в їх організм поживних речовин (білків, жирів, вуглеводів), вітамінів, мінеральних солей і води. Деякі з них можуть засвоюватись організмом без змін. Це ті речовини, які можуть розчинятися у воді й всмоктуватися в кров. Більшість речовин змінюється у шлунковокишковому тракті під дією соків до простих сполук, які надходять в кров, лімфу, й засвоюються організмом. Поживні речовини використовуються як пластичний матеріал (на будову клітин, тканин); вони також є джерелом енергії, яка необхідна для роботи органів і всього організму тварин. Травлення — складний фізіологічний процес фізичного, хімічного та біологічного оброблення корму, внаслідок якого білки, жири, вуглеводи перетворюються на прості сполуки, що вже здатні розчинятися у воді й засвоюватися організмом тварини. Вивчаючи розділ «Травлення», студенти повинні ознайомитися з роботою травних залоз, ферментативним розщепленням корму в ротовій порожнині, шлунка, тонкому та товстому відділах кишок, а також з нервовою та гуморальною регуляцією діяльності травних органів. Система органів травлення складається з трьох відділів: переднього (органи ротової порожнини, глотка, стравохід, шлунок), середнього (дванадцятипала, порожня, клубова кишки) і заднього (сліпа, ободова, пряма кишки).

38

Лабораторно-практичні роботи. Травлення

Робота 1. Спостереження за прийомом корму і води тваринами Відшукування та оцінка корму тваринами здійснюється за допомогою зорового та нюхового аналізаторів. Велика рогата худоба захоплює корм довгим, рухливим язиком, коні — губами та різцями, вівці — головним чином верхньою губою і язиком, свині — язиком і зубами, м’ясоїдні — різцями й іклами, іноді здобич тримають лапами. В однокопитних, жуйних і свиней прийом води відбувається шляхом занурення губної щілини в рідину з наступним засмоктуванням її. При цьому нижня щелепа відводиться, а язик рухається в напрямку до глотки. Малята смокчуть молоко матері. При відведенні нижньої шелепи і руху язика ритмічно змінюється розрідженість повітря в ротовій порожнині (зниження тиску), що забезпечує насисання молока з соска. Рефлекторний акт ссання викликається подразненням рецепторів губ. Мета досліду: ознайомитися з прийомом корму тваринами, його пережовуванням, ковтанням, а також прийомом води. Для роботи необхідно: корова, кінь, вівця, коза, свиня, собака, курка, гуска, качка, набір різного корму, вода, годівниця, секундомір. Хід роботи. Перед проведенням досліду тварину витримують на голодній дієті 12–16 год. В годівницю кладуть певну кількість корму і спостерігають, як тварина захоплює та пережовує його. Підраховують кількість жуйних рухів на кожну порцію корму. Визначають час пережовування однієї порції корму та час поїдання всього корму. Спостереження ведуть за прийомом різного виду корму різними тваринами. Після згодовування корму тваринам дають воду. Спостерігають за прийомом води різними тваринами. Наслідки спостережень занотовують в зошити і порівнюють між собою. Контрольні запитання 1. Які особливості прийому корму і води різними тваринами? 2. Як здійснюється пережовування і ковтання корму?

39


Робота 2. Роль слини в акті ковтання Під дією слини пережований корм змочується і зволожується, склеюється муцином слини в грудку, стає слизьким. Все це сприяє його проковтуванню. Мета досліду: визначити роль слини в акті ковтання. Для роботи необхідно: станок для фіксації, собака з фістулою протоки привушної слинної залози або без фістули ненагодований собака, сухарі (розміром в 1 см2 кожний) з білого або чорного хліба, 1%-й розчин атропіну, шприц, голки. Хід роботи. Голодного собаку, навченого до станка, або собаку з фістулою протоки привушної слинної залози ставлять у станок на 10–20 хв до досліду. Собаці дають кілька разів по 2–5 сухарики з білого або чорного хліба. Тварина охоче жує сухарі. При цьому з рота або з фістули витікає слина. Підшкірно собаці вводять розчин атропіну з розрахунку 2–5 мг (0,2–0,5 мл 1%-го сірчанокислого атропіну на собаку масою 12–15 кг). Через 15–20 хв після його введення повторно згодовують сухарі собаці. Собака охоче їх хватає, але довго пережовує і ковтання проходить тяжко. З ротової порожнини або фістули протоки привушної залози слина майже не виділяється. Слиновиділення під дією атропіну припинилося. Атропін гальмує діяльність слинних залоз. Коли атропін повністю подіяв, собака не бере сухарів і навіть відвертається від них. Дуже голодні собаки можуть брати сухарі й довго тримати в роті, після чого викидати. Сухість в ротовій порожнині примушує голодного собаку відмовлятися від корму. Після закінчення досліду тварині дають рідку їжу. Після 20–30 год доза атропіну перестає діяти. Контрольні запитання 1. Значення слини в організмі. 2. Чому виділення слини припиняється після введення атропіну? 3. Склад слини. 4. Які ферменти містяться в слині?

40


Робота 3. Секреція слини на харчові і нехарчові подразники Мета досліду: ознайомитися з деякими особливостями пристосування слинних залоз до різних подразників у собаки. Для роботи необхідно: станок для фіксації, собака з фістулою протоки привушної слинної залози, 0,5%-й розчин хлористоводневої (соляної) кислоти, спирт, ефір, м’ясо, сухарі, хліб, менделєєвська замазка, дрібні камінці, річковий пісок, лійка, штатив з пробірками, мірні пробірки. Щоб запобігти опікам на шкірі, замість менделєєвської замазки краще використовувати таку суміш: 100 г каніфолі, 25 г жовтого воску, 40 г мумії та 1 г лляної олії. Хід роботи. Собаку з фістулою протоки привушної слинної залози (рис. 35) ставлять у станок. Перед дослідом собаці не дають їсти 12–16 год. Вистригають волосяний покрив навколо виведеної протоки. Шкіру протирають ефіром. На підготовлене місце шкіри прикріплюють згаданою вище сумішшю скляну лійку з градуйованою пробіркою. Заспокоюють собаку і переконуються у відсутності слиновиділення. Собаці показують сухарі, молоко (дражнять). Звертають увагу на умовно-рефлекторне виділення слини на вигляд та запах їжі. Потім тварині дрібними порціями дають харчові та нехарчові подразники з тим розрахунком, щоб час дії кожного з них тривав 1 хв. Слину збирають протягом 2 хв від початку дії подразниРис. 35 ка. Новий подразник дають тварині після припинення виділення слини від попереднього. Нехарчові речовини вводять в рот собаці примусово. Вимірюють кількість слини, виділеної на кожний з подразників, і записують дані в табл. 2. Слину, одержану на різні подразники, вимірюють і визначають її в’язкість за допомогою віскозиметра. Переконуються в тому, що на різний корм виділяється неоднакова кількість слини різної якості. 41


Таблиця 2 Кількість слини, виділеної на різні подразники Подразник Хліб Сухарний порошок М’ясо Молоко, мл Річковий пісок 0,5%-й розчин HCl

Час дії Час збирання Кількість подразника, г подразника, слини, хв хв 20 1 2 10

1

2

40 200

1 1

2 2

10

1

2

10

1

2

Виділено слини, мл

Контрольні запитання 1. Чому на різний корм виділяється неоднакова кількість слини? 2. Особливості слиновиділення в різних видів тварин? 3. Суть умовного і безумовного слиновиділення (рис. 36, де 1 — харчовий центр в корі великих півкуль головного мозку; 2 — центр слиновиділення у довгастому мозку; 3 — язик; 4 — слинна залоза). 4. Хімічний склад слини. 5. Кількість слини у різних тварин?

42

Рис. 36


Робота 4. Дослідження ферментів слини До складу слини входять ферменти тільки на вуглеводи —  -амілаза та  -глюкозидаза. Амілаза розщеплює крохмаль-полісахарид (особливо легко варений крохмаль) до мальтози, а  -глюкозидаза розщеплює мальтозу до глюкози. Мета досліду: ознайомитися з дією слини на крохмаль. З’ясувати умови, які необхідні для дії ферментів слини. Для роботи необхідно: слина собаки і людини, 1%-й крохмальний клейстер, розчин Люголя, 1%-й розчин мідного купоросу, 10%-й розчин лугу, водяна баня, лід або сніг, пробірки, піпетки, термометр, штатив, олівець по склу. Хід роботи. Пронумерувати п’ять чистих пробірок і провести дослід за схемою, наведеною у табл. 3. Через 10 хв пробірки виймають з водяної бані, охолоджують під краном і розділяють вміст кожної на дві нерівні частини. З меншою частиною вмісту пробірок проводять реакцію на крохмаль (додаючи 3–5 крапель розчину Люголя або йоду). Поява синього забарвлення розчину вказує на те, що розщеплення крохмалю не відбулося. Зникнення синього забарвлення вказує на розщеплення крохмалю. Таблиця 3 Схема досліду по визначенню дії ферментів слини № Вміст пробірки пробірки 1 2 мл розбавленої слини людини і 2 мл 0,5%-го розчину HCl + + 2 мл крохмального клейстеру 2 2 мл розбавленої слини людини (прокип’яченої) + 2 мл крохмального клейстеру 3 2 мл розбавленої слини людини + 2 мл крохмального клейстеру 4 Те саме 5

Умови досліду

Результат

Поставити у водяну баню при температурі 37–40°С на 10 хв Ті самі

«

Поставити в посудину з снігом на 10 хв 2 мл слини собаки + 2 мл крох- Поставити у водяну мального клейстеру , баню при температурі 37–40°С на 10 хв

43


З другою частиною вмісту пробірки проводять реакцію на цукор. Для цього в пробірку додають 0,5 мг 10%-го розчину лугу, а потім по краплях (3–5) — 1%-го розчину мідного купоросу і підігрівають. Якщо крохмаль перетворився на цукор, з’являється буре забарвлення. Роблять висновки за кожною з проведених проб. Контрольні запитання 1. Ферменти слини та їх фізіологічне значення. 2. Які фактори впливають на активність ферментів? 3. Особливості ферментативної активності слини сільськогосподарських тварин. 4. Як можна виявити дію ферментів слини?

Робота 5. Виявлення муцину в слині Слина, яка є сумішшю секретів усіх слинних залоз, буває рідкою, водянистою або густою, в’язкою. Її в’язкість залежить від наявності білкової речовини — муцину, за допомогою якого корм ослизнюється і склеюється в харчову грудку. Мета досліду: виявити слизову білкову речовину — муцин в досліджуваній слині. Для роботи необхідно: слина собаки і людини, 10%-й розчин оцтової кислоти, лійки, фільтрувальний папір, скляні палички, спиртівка, азотна кислота, пробірки, скло на стіл. Хід роботи. В пробірку наливають 5 мл нерозведеної слини і до неї додають рівний об’єм 10%-го розчину оцтової кислоти. При наявності муцину утворюється білий осад, що піднімається догори. Муцин виймають скляною паличкою з пробірки і переносять на дно чистої пробірки. Слина без муцину перестає бути тягучою. Проводять ксантопротеїнову реакцію. Для чого обережно над склом столу додають в пробірку з муцином 5–6 крапель азотної кислоти і обережно підігрівають пробірку на спиртівці. Муцин дає характерне для білків жовте забарвлення — позитивну ксантопротеїнову реакцію. Муцин — це білок, а тому можна провести біуретову пробу. До 2 мл розчину муцину додати 1/4 об’єму 10%-го NaOH і краплинами 0,1%-го розчину CuSО4. Суміш забарвиться у фіолетовий колір. Контрольне запитання Яку роль виконує муцин в слині?

44


Робота 6. Вивчення реакції (рН) слини Реакція слини в різних тварин значно коливається. В жуйних рН слини 8,1, свиней — 7,32, коней і собак — 7,55. У тварин одного і того ж виду реакція її може змінюватися залежно від характеру корму. Лужна реакція обумовлюється наявністю в слині лужної солі (бікарбонату натрію і калію). Висока лужність слини в жуйних сприяє нормальному перебігу мікробіологічних процесів у рубці. Вона нейтралізує кислоти, що утворюються під час травлення у рубці. Мета досліду: вивчити реакцію слини. Для роботи необхідно: слина собаки і людини, 0,01 н. розчин H2SO4, індикатор метилоранж, бюретка ємністю 25 мл, стаканчики, піпетки. Хід роботи. У стаканчику ємністю 20 мл відмірюють 1 мл слини. Додають 2 краплі індикатора і титрують 0,01 н. розчином H2SO4 до появи червоно-оранжевого відтінку. Реакцію слини рахують у відсотках NaHCО3 за кількістю мілілітрів H2SО4, що пішло на титрування. Приклад. На титрування 1 мл слини пішло 4 мл 0,01 н. H2SO4 H2SO4 + 2NaHCO3  Na2SO4 + 2Н2СO3. При цьому 1 мл 0,01 н розтану H2SO4 зв’яже 0,5 мл 0,01 н. NaНСОз, або за масою 0,00042 г NaHCO3. Якщо на титрування пішло 4 мл 0,01 н. H2SO4, то в 1 мл досліджуваної слини міститься 4  0,00042 г NaHCO3. Лужність слини виражають у відсотках NНСО3 і відповідно дорівнює

4  0,00042  100% = 0,168% NaHCO3. Лужність слини привушної залози у 8–12-місячних телят дорівнює 0,5–0,7, у свиней 0,3–0,35, у собаки і людини відповідно 0,15–0,25% NaHCO3. Контрольні запитання 1. Яке рН слини в різних видів тварин? 2. Яке значення має лужне середовище слини в жуйних тварин?

45


Робота 7. Отримання шлункового соку в коня за допомогою носостравохідного зонда Шлунок в коня однокамерний, складний за своєю структурою. Залози слизової оболонки шлунка коня секретують безперервно. Секреція шлункового соку поступово знижується при голодуванні. Навіть після 78-годинного голодування секреція не припиняється. Із зниженням секреції соку при голодуванні знижується кислотність і перетравна здатність шлункового соку. Через складність проведення операцій на шлунку коня шлунковий вміст і шлунковий сік для дослідження можна отримати за допомогою носостравохідного зонда. Мета досліду: оволодіти методикою носостравохідного зондування в коней. Отримати шлунковий сік або вміст шлунка для аналізу. Для роботи необхідно: станок для фіксації, спокійна тварина, витримана на голодній дієті 13–14 год, носостравохідний зонд, шприц Жане, бутиль. Хід роботи. Тварину фіксують в станку. Через нижній носовий хід тварині повільно вводять продезинфікований і змазаний вазеліном зонд синхронно з актом ковтання. Якщо зонд потрапляє в стравохід, то його можна прощупати в нижній частині шиї, а якщо в трахею, то у тварини починається кашель. Шлунковий сік отримують шляхом відкачування за допомогою шприца Жане. Сік беруть натщесерце та через 20–45 хв після введення через зонд 1 л 5%-го спирту або 500 г вівсяного борошна в 3 л води. Визначають кислотність і перетравну силу в кожній порції соку. Порівнюють. Контрольні запитання 1. Особливості будови шлунка коня. 2. Які є закономірності в секреції залоз шлунка коня? 3. Особливості травлення в шлунку коня. 4. Які поживні речовини розщеплюються в шлунку коня?

46


Робота 8. Спостереження за секрецією шлункового соку з ізольованого шлуночка собаки (за І. П. Павловим) Шлункові залози мають пристосованість до характеру прийнятого корму, що досягається завдяки складнорефлекторній і гуморальній регуляції. В складнорефлекторну фазу шлунковий сік виділяється завдяки подразненням рецепторів зорового, слухового, нюхового аналізаторів, а також рецепторів ротової порожнини і шлунка. Ця фаза починається через 5–7 хв після початку подразнення рецепторів і триває близько 2 год. Нервово-хімічна, або нейрогуморальна фаза йде слідом за першою. Вона зумовлена дією біологічно активних речовин: гормонів (гастрину, ентерогастрину, гістаміну), екстрактивних речовин корму і продуктів травлення, що утворилися в першу фазу. Друга фаза починається через 20–30 хв і триває (4–6–10 год) залежно від виду їжі. На рівень секреції шлункових залоз впливає характер кормових (м’ясо, хліб, молоко тощо) подразників. Мета досліду: ознайомитися з секрецією шлункового соку собаки при згодовуванні хліба, м’яса, молока. Простежити за впливом гістаміну на шлункову секрецію. Для роботи необхідно: собака з ізольованим шлуночком за Павловим, хліб, м’ясо, молоко, 0,1%-й розчин гістаміну, станок для фіксації, мірний циліндр. Хід роботи. Голодного собаку ставлять в станок. Перед дослідом тварину привчають стояти в станку. Прикріплюють мірний циліндр до фістульної трубки. Для вивчення секреції шлункового соку собаки, йому згодовують хліб — 200 г, дрібні шматки м’яса (без жиру) або фарш — 200 г, молоко — 600 мл. Збирають і вимірюють шлунковий сік при згодовуванні кожного корму протягом 7–10 хв (під час практичних завдань можна обмежитися 1–1,5 хв). Виділення шлункового соку починається через 5–6 хв (латентний період) після прийому їжі. Виділення шлункового соку на хліб відбувається швидко і досягає максимуму до кінця першої години, потім знижується, довго утримується на середніх цифрах (4–6 г) і закінчується на 8-й годині. Соковиділення на м’ясо швидко зростає в першу годину, протягом другої утримується на високому рівні, після чого поступово знижується і закінчується до 6–7-ї годин. Тривалість латентного періоду 6–8 хв. 47


Виділення шлункового соку на молоко досягає максимуму на 2–3-ю годину й повільно знижується, повністю закінчується через 5–6 год. Тривалість латентного періоду 8–10 хв. Аналогічно можна дослідити секрецію шлункового соку при згодовуванні тварині іншого корму. Наприкінці досліду можна простежити за впливом гістаміну на шлункову секрецію. Для цього тварині під шкіру вводять 0,1%-й хлористоводневий гістамін в дозі 0,04 мг/кг. Після його введення соковиділення різко зростає. Контрольні запитання 1. Фази виділення шлункового соку. 2. Чому на різний корм виділяється неоднакова кількість шлункового соку?

Робота 9. Визначення кислотності шлункового соку Шлунковий сік має кислу реакцію (рН 1,3–6). Кислотність зумовлена наявністю в ньому 0,2–0,5%-ї соляної кислоти, органічних кислот і різних кислотореагуючих сполук. Соляна кислота міститься у шлунковому соку у вільному і зв’язаному стані. Мета досліду: оволодіти методикою визначення кислотності шлункового соку. Довести, чим вона обумовлена. Для роботи необхідно: шлунковий сік, 0,5%-й спиртовий розчин диметиламідоазобензолу, 0,1 н. розчин їдкого натрію, 1%-й спиртовий розчин фенолфталеїну, бюретки, хімічні стакани. Хід роботи. В стакан наливають 5 мл профільтрованого шлункового соку і додають 2 краплини 0,5%-го спиртового розчину диметиламідоазобензолу. Після цього шлунковий сік титрують 0,1 н. розчином їдкого натрію. Якщо в досліджуваному соку міститься вільна соляна кислота, то диметиламідоазобензол дає червоне забарвлення, яке при титруванні змінюється на жовто-рожеве. Кількість 0,1 н. розчину їдкого натрію, витраченого на нейтралізацію 100 мл шлункового соку, відповідає показнику кислотності. Якщо відома кількість їдкого натрію, витраченого на титрування, можна визначити вміст (у відсотках) вільної соляної: кислоти в 48


шлунковому соку. Так, 1 мл 0,1 н. розчину соляної кислоти містить 0,00365 г соляної кислоти, а 1 мл 0,1 н. розчину їдкого натрію нейтралізує 1 мл 0,1 н. розчину соляної кислоти. Помноживши 0,00365 г на кількість 0,1 н. розчину їдкого натрію, що витрачено на нейтралізацію соляної кислоти в 100 мл шлункового соку, можна дізнатись, скільки в ньому міститься соляної кислоти (у відсотках). Контрольні запитання 1. Яка роль соляної кислоти в шлунку? 2. Яка кислотність шлункового соку в сільськогосподарських тварин?

Робота 10. Дослідження дії шлункового соку на білок У шлунковому соку містяться протеолітичні ферменти — пепсин і катепсин, що розщеплюють білки до альбумоз і пептонів; хімозин (сичужний фермент) переводить казеїноген молока в казеїн, який випадає в осад; ліполітичний фермент розщеплює жири на гліцерин і жирні кислоти. В організмі пепсин виробляється в неактивному стані (пепсиноген). В активну форму його переводить соляна кислота. Мета досліду: довести ферментативні властивості шлункового соку і виявити залежність дії ферментів від температури і реакції середовища. Для роботи необхідно: шлунковий сік, 0,5%-й розчин соляної кислоти 0,5%-й розчин соди, фібрин, 10%-й розчин їдкого натрію, 1%-й розчин мідного купоросу, піпетки, штатив, пробірки, водяна баня, олівець по склу, термометр. Хід роботи. Беруть п’ять чистих пробірок. В пробірку № 1 наливають 5 мл шлункового соку; в № 2 — 5 мл шлункового соку, нейтралізованого розчином соди; в № 3 — 5 мл кип’яченого шлункового соку; в № 4 — 5 мл шлункового соку; а в № 5 — 5 мл 0,5%-го розчину соляної кислоти. У всі пробірки кладуть по 0,2–0,3 г свіжого фібрину. Пробірки № 1 — 3, 5 занурюють у водяну баню при температурі 38–40°С на 45 хв, а пробірку № 4 кладуть на лід на той же час. Вміст пробірок час від часу змішують. Через 45 хв виймають всі пробірки і ставлять у штатив, вміст пробірок фільтрують. З усіма пробами проводять біуретову реакцію. Для цього до 2 мл фільтрату кожної пробірки 49


додають 2 мл 10 %-го розчину їдкого натрію, 3–5 краплин 1%-го розчину мідного купоросу і все перемішують. В пробірці, де не відбулося розщеплення білка, з’являється фіолетове забарвлення. Там, де розщеплення білка сталося, розчин забарвлюється в рожевий колір. Визначають, в якій пробірці відбулося перетравлювання білка і чому. Контрольне запитання Які оптимальні умови дії ферментів шлункового соку?

Робота 11. Дослідження дії шлункового соку за методом Метта Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення протеолітичної активності шлункового соку за методом Метта. Для роботи необхідно: шлунковий сік, 0,5%-й розчин соляної кислоти, 0,5%-й розчин соди, палички Метта, стаканчики, лупа, терпуг, лінійка. Хід роботи. Готують палички за методом Метта. Беруть чисті скляні трубочки діаметром не більше 2 мм і заповнюють їх курячим білком, стежачи за тим, щоб в них не потрапило повітря. Заповнені трубочки кладуть на 10 хв у воду температурою 60°С, а потім переносять у водяну баню з температурою 90°С на 8–10 хв. За цієї температури білок повністю зсідається. Після цього трубочки виймають і залишають на деякий час при кімнатній температурі. Для досліду трубочки розрізають на шматочки довжиною 1–1,5 см. Дослід проводять за тією ж схемою, що у роботі 10. Різниця в тому, що замість фібрину в пробірки з шлунковим соком поміщають приготовлені заздалегідь скляні палички. Через 10 або 24 год від початку досліду вимірюють, скільки мілілітрів білка розщепилося з обох кінців палички. Згідно з правилом Шютца-Борисова кількість ферменту в шлунковому соку прямо пропорційна квадрату його травної дії. Якщо, наприклад, перетравлювальна сила, за Меттом, дорівнює 4 мм, то кількість ферменту в пробі соку дорівнює 42 = 16 ферментних одиниць. Контрольні запитання 1. Склад шлункового соку. 2. Ферменти шлункового соку.

50


Робота 12. Дослідження дії хімозину Хімозин, або сичужний фермент, у великій кількості міститься у сичужному соку телят. Він переводить розчинений білок молока казеїноген в нерозчинений казеїн, який випадає в осад. Активність хімозину виявляється в слабкокислій, нейтральній слабколужній реакціях. Мета досліду: вивчити дію хімозиму на молоко і виявити залежність дії ферменту від реакції середовища. Для роботи необхідно: шлунковий сік, 0,5%-й розчині соди, 2%-й розчин щавлевокислого натрію, водяна баня, штатив з пробірками, термометр, спиртівка. Хід роботи. Беруть чотири пробірки. В пробірку № 1 наливають 2 мл шлункового соку; в № 2 — 2 мл шлункового соку, нейтралізованого розчином соди; у № 3 — 2 мл кип’яченого шлункового соку; в № 4 — 2 мл шлункового соку і 5–7 краплин 2%-го розчину щавлевокислого натрію. В усі пробірки додають по 5 мл свіжого молока, перемішують і ставлять у водяну баню або термостат з температурою 37–39°С на 10 хв. Після цього виймають всі пробірки і спостерігають, де відбулося зсідання молока (пробірки № 1, 2). Звертають увагу на те, що дія хімозину найкраще виявляється в нейтральній реакції. Контрольні запитання 1. Яке значення хімозину в шлунковому соку та де він використовується? 2. Які оптимальні умови дії для хімозину?

Робота 13. Дослідження целюлозолітичної активності мікроорганізмів рубця Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення целюлозолітичної активності мікроорганізмів рубця. Для роботи необхідно: тварини з фістулами рубця, капсула з плексигласу, фільтрувальний папір (джерело целюлози), бактеріологічні чашки, термостат, терези. Хід роботи. Наважку 700–800 мг з висушеного до постійної маси фільтрувального паперу поміщають у капсулу, яку потім вводять в рубець через фістулу на певну глибину. Капсулу прикріплюють 51


капроновою ниткою до кришки фістульної трубки. Через 24 год капсулу витягують з рубця, обережно виймають наважку і промивають дистильованою водою. Після цього фільтрувальний папір кладуть в бактеріологічні чашки, ставлять їх у термостат з температурою 60– 70°С на 2 год , а потім висушують до постійної маси при температурі 105°С. Целюлозолітична активність виражається в зменшенні маси смужки фільтрувального паперу, інкубованого у вмісті рубця протягом 24 год (у відсотках). Контрольні запитання 1. Які види мікроорганізмів містяться в передшлунках? 2. Як розщеплюється клітковина в рубці?

Робота 14. Дослідження легких жирних кислот у в місті рубця Однією з характерних особливостей травлення жуйних тварин є бродіння цукрів, крохмалю і клітковини за допомогою різних мікроорганізмів з утворенням легких жирних кислот (ЛЖК): оцтової, масляної, пропіонової у співвідношенні 65 : 20 : 15. У великих тварин за добу може утворюватися до 4,5 кг ЛЖК. Вони всмоктуються в рубці й використовуються як джерело енергії, а також для утворення м’язової та жирової тканин. Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення загальної кількості ЛЖК у вмісті рубця. Для роботи необхідно: вміст рубця, сірчанокисла магнезія, 2%-й розчин сірчаної кислоти, фенолфталеїн, 0,1 н. розчин лугу, стакани для титрування, бюретка, мірні колбочки ємністю 50 мл, електроплитка, апарат Маркгама, марля. Хід роботи. У підігрітий апарат Маркгама насипають 7 г сірчанокислого магнію, вливають 5 мл фільтрату рубцевого вмісту, доливають 5 мл 2%-го розчину сірчаної кислоти. Лійку апарата споліскують 1–1,5 мл дистильованої води і кип’ятять вміст апарата до отримання 50 мл відгону, який потім титрують 0,1 н. розчином лугу з фенолфталеїном. Загальну кількість ЛЖК визначають за формулою: 52


а  k  100  0,1/5 = а  k  2 = мекв ЛЖК в 100 мл рідини рубця, де a — кількість 0,1 н. розчину лугу, витраченого на титрування відгону, мл; k — поправковий коефіцієнт лугу; 5 — кількість рубцевої рідини, взятої для відгону, мл; 0,1 — кількість кислоти, що відповідає 1 мл 0,1 н. розчину лугу, мекв. Контрольні запитання 1. Яка роль ЛЖК в організмі жуйних? 2. Яка кількість ЛЖК може утворитися за добу у рубці жуйних?

Робота 15. Спостереження за інфузоріями у вмісті рубця і підрахунок їх кількості Перетравлювання речовин в передшлунках зв’язане з життєдіяльністю численої й різноманітної мікрофлори (бактерій, інфузорій, грибків). Видовий склад мікроорганізмів різноманітний і залежить від характеру корму. У великої рогатої худоби в рубці знайдено більше 30 видів інфузорій розміром від 20 до 200 мкм, яких в 1 мл вмісту нараховується 2 млн. Інфузорії перемішують вміст рубця, руйнують рослинну оболонку корму, синтезують глікоген і повноцінний білок з продуктів розщеплення. Деякі інфузорії здатні розщеплювати клітковину та синтезувати вітаміни групи В. Мета досліду: ознайомитися з різними видами інфузорій, їх розмірами, характером рухів. Підрахувати кількість інфузорій в 1 мл вмісту рубця. Для роботи необхідно: свіжий вміст рубця, мікроскопи, предметні й накривні скельця, очні піпетки, стаканчики, шприц з гумовою трубкою, водяна баня, спиртівка, камери Горяєва, 10%-й розчин формальдегіду. Хід роботи. Краплю рідкої частини вмісту рубця наносять на предметне скельце, попередньо підігріте на спиртівці, прикривають накривним і розглядають під мікроскопом. В досліджуваній краплі знаходяться інфузорії (рис. 37) різного розміру і видів, зокрема 53


інфузорії сімейства Ophryoscolecidae (рис. 37, де 1 — глотка; 2 — харчові включення; 3 — ендоплазма; 4 — анальна трубка; 5 — порошиця; 6 — скоротлива вакуоля; 7 — макронуклеус; 8 — мікронуклеус; 9 — скелетна пластинка). В міру охолодження краплі рух інфузорій сповільнюється. Потім шліфоване накривне скельце притирають до камери Горяєва і розглядають сітку під малим збільшенням мікроскопа. Із змішувача для лейкоцитів заповнюють камеру фільтратом рубцевого вмісту, як це робиться при підрахунку кількості лейкоцитів крові. Інфузорії підраховують у 100 великих квадратах камери. Кількість інфузорій в 1 мл вмісту рубця обчислюють за такою формулою: x

або

n  250  2  1000 , 100 n  5000 ,

Рис. 36

де п — число підрахованих інфузорій в 100 великих квадратах сітки; 2 — розведення формальдегідом. В середньому в 100 великих квадратах нараховується від 90 до 180 інфузорій. Контрольні запитання 1. Назвати особливості травлення в передшлунках жуйних? 2. Які жирні кислоти утворюються в рубці та їх значення? 3. Які мікроорганізми спостерігаються в рубці жуйних тварин та їх значення?

54


Робота 16. Спостереження за процесом жуйки Жуйний період складається з відригування з’їденого корму пережовування його і зворотного проковтування. Тривалість жуйного періоду становить 30–50 хв. У дорослих жуйних тварин протягом доби спостерігається 6–8, а у телят — до 16 жуйних періодів. Мета досліду: ознайомитися з процесом жуйки у тварин. Для роботи необхідно: жуйна тварина, секундомір, ручка (олівець), аркуш наперу. Хід роботи. При дослідженні жуйки необхідно звернути увагу на кількість жуйних рухів при пережовуванні однієї грудки корму, кількість жуйних періодів, їхню тривалість. Дослідник стає зліва від тварини і спостерігає за переміщенням відригнутого корму по стравоходу від грудної порожнини до голови. Тварина під час відригування витягує шию. Хвилеподібне скорочення стравоходу добре помітне під час руху відригнутого корму в ділянці лівого яремного жолоба. Жуйка являє собою рефлекторний акт, який тісно пов’язаний з станом здоров’я та функціональною діяльністю передшлунків і сичуга тварини. Припинення жуйки на довгий час призводить до порушення травлення. Контрольні запитання 1. Фізіологічний механізм жуйки. 2. Жуйний період і його тривалість. 3. Який механізм жуйки?

Робота 17. Дослідження моторної функції рубці Корм в рубці жуйних перемішується і просувається від його переддвер’я до сичуга завдяки сильним скороченням м’язів передшлунків. М’язи у стінці рубця розміщені в різних напрямках (віяло подібно). Спочатку скорочується стравохідний жолоб і сітка, а потім рубець. Мета досліду: вивчити моторну діяльність рубця жуйних тварин. Для роботи необхідно: корова, сіно, буряк, румінограф Горянової, секундомір. 55


Хід роботи. Скорочення рубця досліджують в ділянці лівої голодної ямки, надавлюючи кулаком правої руки на черевну стінку. Кожні 2 хв у великої рогатої худоби відбувається 2–5 скорочень рубця, у вівці — 3–6, у кози — 2–4. При скороченні м’язів рубця відчувається тиск на руку дослідника. Моторна діяльність рубця вивчається за допомогою румінографа. Для цього в ділянці лівої голодної ямки тварини закріплюють румінограф і записують скорочення рубця протягом 5–8 хв. Більші хвилі на румінографі відображають скорочення рубця, малі — обумовлені дихальними рухами. Скорочення рубця записують в голодної тварини, а потім при годівлі, одержані дані румінограми аналізують. У фістульних тварин реєструють скорочення рубця через фістулу. На рис. 38 цифрою 1 позначено хвилі, обумовлені скороченням черевних м’язів під час дихання; 2 — момент відригування жуйки; 3, 4 — перистальтичні та антиперистальтичні скорочення рубця.

Рис. 38 Контрольні запитання 1. Які методи дослідження рухової функції рубця? 2. Які фактори впливають на рухову функцію рубця? 3. Яке значення рухової функції рубця?

56


Робота 18. Евакуаторна функція шлунка Вміст шлунка надходить в дванадцятипалу кишку порціями через почергове відкриття і закриття пілоричного сфінктера. Вміст шлунка надходить до кишечника тоді, коли він стає напіврідким або рідким. В шлунку грубий корм затримується 8–10 год, а вода і рідка їжа залишають шлунок за 2 год. На евакуацію вмісту шлунка в кишечник впливає низка факторів: вид корму, консистенція, рН, осмотичний тиск, температура, ступінь наповнення дванадцятипалої кишки. Перехід вмісту шлунка в дванадцятипалу кишку можна спостерігати на собаці з фістулами шлунка і дванадцятипалої кишки. Мета досліду: вивчити евакуаторну функцію шлунка. Для роботи необхідно: собака з фістулою шлунка (за В. О. Басовим), станок для фіксації тварини, 1%-й розчин соди, 0,3%-й розчин соляної кислоти, 10%-й розчин глюкози, молоко, олія, рідка манна каша, водопровідна вода, плитка, термометр, гумова трубка з лійкою, затискач, мірний циліндр. Хід роботи. Вивчення евакуаторної функції шлунка краще проводити в собаки з двома фістулами — шлунка і дванадцятипалої кишки. Перед дослідом тварину витримують на голодній дієті й промивають шлунок. Через зонд в шлунок собаці вводять 500–800 мл теплої води при відкритій трубці дванадцятипалої кишки. Воду, що витікає з цієї фістули, збирають і вимірюють. Відмічають час повного переходу води до дванадцятипалої кишки. Евакуаторну функцію шлунка можна вивчати на собаці й з однією фістулою. Собаку витримують на голодній дієті. Шлунок промивають теплою водою. У фістулу шлунка вставляють корок з скляною трубкою, яку з’єднують гумовою трубкою з лійкою. Через лійку в шлунок вливають 200 мл теплої (30–35°С) водопровідної води. Через 10 хв відкривають затискач на трубці, зливають воду з шлунка, вимірюють її кількість. Потім цю воду знову вливають у шлунок і через 10 хв випускають в мірний циліндр. Визначають кількість води, що пройшла з шлунка в дванадцятипалу кишку; за 20 хв досліду. Дослід повторюють у тій послідовності при введенні в шлунок 200 мл 10%-го розчину глюкози, 200 мл 3%-го розчину соляної кислоти, 200 мл 1%-го розчину соди і 200 мл олії. Будують криві швидкостей 57


евакуації цих речовин і порівнюють між собою. Переконуються в тому, що перехід вмісту з шлунка в кишечник залежить від хімічних і фізичних властивостей вмісту (рН, виду корму, продуктів гідролізу, температури, консистенції). Швидше за все переходить з шлунка вода, а довше в ньому затримується жирна їжа. Це пов’язано з виділенням ентерогастрону, який гальмує моторику та евакуацію вмісту. Контрольні запитання 1. Суть пілоричного рефлексу. 2. Які фактори впливають на евакуацію вмісту шлунка в кишечник?

Робота 19. Запис моторики шлунка в собаки Стінка шлунка тварини складається з чотирьох шарів: серозного, м’язового, підслизового і слизового. М’язовий шар складається з трьох шарів, які розміщені у поздовжньому, поперечному і косому напрямках. Рухи шлунка обумовлено скороченням цих м’язів. Розрізняють два види скорочення м’язів шлунка: тонічні й ритмічні. За ритмічних скорочень м’язи шлунка періодично скорочуються і розслаблюються. Хвиля скорочень починається від кардіальної частини шлунка і поширюється до пілоричної його частини. При цьому їжа перемішується, просочується шлунковим соком і пересувається в бік кишечника. В разі тонічних скорочень мускулатура фундальної частини шлунка залишається напруженою. Вміст шлунка направляється до пілоричної частини. Мета досліду: ознайомитися з одним з методів реєстрації скоротливої функції шлунка. Записати моторну активність шлунка в собаки. Для роботи необхідно: собака з фістулою шлунка (за В. О. Басовим), станок для фіксації тварини, гумовий балончик, капсула Марея, гумова трубка, скляна трубка, кімограф, гумова груша, затискач. Хід роботи. Собаку з фістулою шлунка витримують на голодній дієті. Промивають шлунок теплою водою і ставлять її в станок. Через фістулу вводять гумовий балончик, з’єднаний гумовою трубкою з капсулою Марея. Гумовою грушею нагнітають повітря в систему трубок і капсулу Марея (рис. 39). Перо капсули Марея підводять до 58


закопченої плівки кімографа і записують рухи шлунка. Одержують гастрограму з характерною голодною періодикою. Потім собаку годують, повторно записують і відмічають зміну в моториці шлунка.

Рис. 39

У кров собаці вводять 20 мл 40%-го розчину глюкози. Проводять запис моторики шлунка. Спостерігають за припиненням голодної періодики на деякий час, незважаючи на те що шлунок, як і раніше, залишається порожнім. Пояснюють механізм цього явища. Контрольні запитання 1. Назвати види скорочень шлунка та яке їх значення. 2. Як регулюється моторика шлунка?

59


Робота 20. Спостереження перистальтики кишок в гострому досліді Рухи тонкого кишечника зв’язані з розміщенням в ньому гладеньких м’язових волокон. В кишечнику є поздовжні й кільцеві м’язові волокна. Коли вони скорочуються, вміст переміщується по кишечнику. При цьому рухи кишки бувають: перистальтичні, маятникоподібні, ритмічна сегментація і антиперистальтичні. Мета досліду: простежити за рухами тонкого і товстого кишечника. Для роботи необхідно: кролик, ефір, розчин Рінгера, фіксаційний столик, маска для наркозу, набір хірургічних інструментів, нитки, термометр, ванна, індукційна котушка, акумулятор. Хід роботи. Кролика фіксують на столику черевом догори і наркотизують. Препарують блукаючий нерв і беруть його на лігатуру. Розтинають черевну стінку, частину кишки обережно виймають і занурюють в розчин Рінгера температурою 38°С. Спостерігають за перистальтикою кишок. При подразненні блукаючого нерва електричним струмом перистальтика кишок посилюється. Кролика вбивають. Витягують тонкий і товстий кишечник. Помішають його в іншу посудину з теплим розчином Рінгера. Кшлечник скорочується. На рис. 40 показано маятникоподібні (д), перистальтичні скорочення (б) та ритмічну сегментацію кишечника (в). Рис. 40 Контрольні запитання 1. Назвати види скорочень кишечника. 2. Які фактори впливають на скорочення кишечника?

60


Робота 21. Скорочення ізольованого відрізка тонкої кишки Ділянка кишки, видаленої з організму, зберігає здатність до скорочення, що обумовлено високою ступінню збудливості м’язів кишечника та наявністю в його стінці нервових сплетень. Між м’язовими волокнами розміщується нервове сплетення Ауербаха, а між слизовою оболонкою і м’язовою — сплетення Мейснера. Кишечник іннервується гілками блукаючого і симпатичного нервів. Мета досліду: спостереження за рухами ізольованої ділянки кишки. Для роботи необхідно: відрізок кишки, розчин Рінгера, розчин ацетілхоліну 1:1000, стакан, банка для води, скляна трубка з гачком, штатив, пінцет, нитки, голка, міограф, кімограф. Хід роботи. Кролику роблять ефірний наркоз, фіксують. Розтинають черевну стінку, знаходять і перев’язують початковий відрізок тонкого кишечника. Вирізають частину кишки довжиною 5–6 см і старанно промивають розчином Рінгера до повного видалення вмісту. Прошивають стінку кишки з обох кінців і роблять петлі. Прикріплюють кишку знизу до скляного гачка трубки (рис. 41, де 1 — кімограф; 2 — міограф; 3 — скляний гачок; 4 — відрізок тонкої кишки (рога матки); 5 — стакан з розчином Рінгера; 6 — посудина з теплою водою; 7 — груша). Трубку закріплюють на штативі. Другу петлю кишки прикріплюють до записувального важеля. Кишку занурюють в стакан з теплим (38–39°С) розчином Рінгера і одночасно пропускають повітря за допомогою гумової груші, з’єднаної з капіляром скляного гачка. На стрічці кімографа записують перистальтичні рухи. Спостереження за перистальтикою ведуть протягом 15–20 хв. У розчин Рінгера додають 2–3 краплини розчину ацетилхоліну і змішують. При цьому спостерігається підвищення тонусу і збільшення амплітуди скорочень кишки. Рис. 41 61


Для відновлення тонусу кишки в стакан наливають чистий розчин Рінгера, потім додають 2–3 краплини адреналіну. Реєструють ослаблення тонусу і скорочення кишки. Парасимпатична нервова система та її медіатори посилюють перистальтику кишок, а симпатична нервова система — сповільнює. Контрольні запитання 1. Як регулюється перистальтика кишечника? 2. Чому видалена ділянка кишки з організму зберігає здатність до скорочення?

Робота 22. Дослідження ферментативної дії соку підшлункової залози Сік підшлункової залози містить ферменти на білки, жир і вуглеводи. Протеолітичний фермент трипсин виділяється в неактивній формі — трипсиногену, який під дією ентерокінази переходить у трипсин. Він діє у слабколужному, нейтральному і слабкокислому середовищі. Підшлункова ліпаза активується жовчю. Амілаза виділяється підшлунковою залозою в активній формі. У великої рогатої худоби за добу виділяється 6–7 л підшлункового соку, у вівці — 0,36, у свині — до 8 л, у собаки — 200–300 мл. Мета досліду: ознайомитися з дією ферментів соку підшлункової залози. Для роботи необхідно: сік підшлункової залози, відрізок дванацятипалої кишки, м’ясо жаби, молоко, 2%-й розчин пептону, бромна вода (4%-й розчин брому у воді), 10%-й розчин їдкого натрію, 0,3%й розчин мідного купоросу, спиртовий розчин фенолфталеїну, 1%-й крохмальний клейстер, 1%-а суспензія сирого крохмалю, розчин Люголя, жовч, штатив з пробірками, спиртівка. Хід роботи. Протеолітична активність підшлункового соку. Беруть три пробірки. В кожну наливають по 3 мл неактивного соку. В пробірки № 1, 3 додають по 10 крапель кишкового соку або зіскобленої слизової оболонки дванадцятипалої кишки. У пробірки № 1, 2 додають по шматочку фібрину або м’яса жаби. В пробірку №3 додають 2 мл 2%-го розчину пептону. Пробірки ставлять у водяну баню або термостат з температурою 37–39°С. Через 30–40 хв з вмістом пробірок № 1, 2 проводять біоретову реакцію (див. роботу 10). 62


Рожеве забарвлення у пробірці № 1 вказує на часткове перетравлення білка (наявність пептидів). Вміст пробірки № 2 набуває фіолетового забарвлення, що доводить наявність білка. До вмісту пробірки №3 (реакція на амінокислоти) додають 0,5 мл бромної води. Рідина забарвлюється в червоно-фіолетовий колір, що свідчить про наявність амінокислот (триптофану). Дія підшлункової ліпази на жир. Беруть три пробірки і готують розчини. Пробірка № 1: 3 мл кип’яченого молока + 2 мл підшлункового соку + 5 крапель жовчі + 3 краплини фенолфталеїну (з’являється рожеве забарвлення). Якщо розчин не забарвлюється, додають кілька краплин 1 %-го розчину соди. Пробірка № 2: 3 мл кип’яченого молока + 2 мл кип’яченого підшлункового соку + 5 крапель жовчі + 3 краплини фенолфталеїну. Пробірка № 3: 3 мл кип’яченого молока + 2 мл підшлункового соку + 3 краплини фенолфталеїну. Пробірки ставлять у водяну баню, або термостат з температурою 37–39°С. Через 30–40 хв перевіряють забарвлення розчинів. У пробірці № 1 рожеве забарвлення зникає внаслідок утворення кислих продуктів перетравлювання молочного жиру, жирних кислот і гліцерину. В пробірці № 2 рожеве забарвлення залишається (фермент зруйнований при кип’ятінні). У пробірці № 3 — забарвлення слаборожеве (повільне перетравлювання, оскільки ліпаза без жовчі малоактивна). Дія підшлункової амілази на сирий крохмаль і клейстер. Беруть три пробірки. В кожну наливають по 3 мл підшлункового соку. Вміст пробірки № 2 кип’ятять і охолоджують. У пробірки № 1, 2 додають по 2 мл 1%-го крохмального клейстеру, а в пробірку № 3 — 2 мл 1%-ї суспензії сирого крохмалю. Вміст пробірок перемішують. Пробірки № 1, 2 ставлять у водяну баню, або термостат з температурою 37–38°С на 15–20 хв, а пробірку № 3 на 30–40 хв. Потім у пробірки № 1, 2 додають по 3 краплі розчину Люголя. Переконуються у відсутності крохмалю у пробірці № 1 (синє забарвлення відсутнє). У пробірці № 2 крохмаль зберігся (синє забарвлення). Через 30–40 хв виймають пробірку № 3 і цим же методом встановлюють перетравлювання сирого крохмалю. Контрольні запитання 1. Які ферменти містяться у соку підшлункової залози? 2. Назвати фази виділення соку підшлункової залози.

63


Робота 23. Дослідження жовчі Жовч утворюється в печінці безперервно. Через печінкову протоку вона надходить в дванадцятипалу кишку під час травлення. До складу жовчі входять: вода, жовчні кислоти, пігменти, холестерин, а також ферменти (амілаза, фосфатаза, протеази), амінокислоти, хлориди натрію і калію, фосфати, кальцій, залізо, магній. Протягом доби у великої рогатої худоби виділяється 7–9,5 л, у вівці — 300–400 мл, у коней — 6–8 л, у свиней — 2,4–3,8 л жовчі. Мета досліду: вивчити властивості жовчі. Для роботи необхідно: жовч, олія, сірчаний цвіт, лійки, штатив з пробірками, піпетки, паперові фільтри. Хід роботи. Зниження поверхневого натягу розчинів під дією жовчі. Беруть дві пробірки. В пробірку № 1 наливають 5 мл дистильованої води, а в пробірку № 2 — таку ж кількість наполовину розбавленої жовчі. В кожну з пробірок на поверхню рідини насипають небагато сірчаного цвіту. В пробірці № 1 сірка залишається на поверхні, а в пробірці № 2 — тоне, що свідчить про зниження поверхневого натягу розчину. Завдяки цій властивості жовчі продукти гідролізу краще осідають на слизову кишечника і швидше всмоктуються. Вплив жовчі на фільтрацію жиру. Беруть дві пробірки з лійками і ставлять в штатив. У лійках розміщують фільтри, зволожені водою і жовчю. В кожну з лійок наливають по 10 мл олії. Через 30 хв перевіряють стан фільтрації жиру. Там, де фільтр зволожений водою, фільтрація жиру відсутня. Через фільтр, зволожений жовчю, жир фільтрується досить швидко. Емульгування жиру жовчю. Беруть дві пробірки. У пробірку № 1 наливають 3 мл дистильованої води, а в пробірку № 2 — таку ж кількість жовчі. В кожну з пробірок наливають по 1 мл олії й вміст пробірок енергійно збовтують. У пробірці з водою жир знаходиться зверху води суцільним шаром. У пробірці з жовчю утворюється стійка емульсія з жиру, яка утримується тривалий час. При емульгуванні хиру збільшується його поверхня, що сприяє кращому контакту з ферментом ліпазою. Контрольні запитання 1. Де утворюється жовч, який її хімічний склад? 2. Значення жовчі в травленні. 3. Як регулюється жовчовиділення?

64


Робота 24. Вивчення секреції соку підшлункової залози і жовчі в гострому досліді Мета досліду: прослідкувати за виділенням соку підшлункової залози та жовчі в собаки. Ознайомитися з регуляцією цих процесів. Для роботи необхідно: собака, наркотична речовина, 0,5%-й розчин соляної кислоти, секретин, розбавлена жовч, операційний стіл, мотузки для фіксації, набір хірургічних інструментів, канюлі, градуйовані скляні трубки, гумові трубки, затискачі, трійники, акумулятор, індукційна котушка, мірні стаканчики, електроди, шприц, голки, шовк, вата. Хід роботи. Собаку наркотизують і фіксують на операційному столі черевом догори. Вистригають волосяний покрив і розтинають черевну стінку нижче мечоподібного відростка за середньою лінією черева на довжину 8–10 см. З під правого підребер’я витягують дванадцятипалу кишку з підшлунковою залозою і визначають місце перебування великої панкреатичної протоки (див. рис. 34). Слід пам’ятати, що тканина підшлункової залози під час грубих маніпуляцій руйнується. У велику протоку підшлункової залози вставляють скляну канюлю і за допомогою лігатури закріплюють її. Другу канюлю вставляють у жовчну протоку. На штативі фіксують дві градуйовані скляні трубки, які з’єднують гумовими трубками з канюлями протоки підшлункової залози і жовчної протоки. У центральний кінець стегнової вени вставляють канюлю. Поблизу стравоходу знаходять блукаючий нерв і беруть його на лігатуру нижче гілочки, яка йде до серця. У стегнову вену через канюлю вводять 5–10 мл секретину. Спостерігають за посиленою секрецією підшлункової залози. Слабким електричним струмом подразнюють блукаючий нерв. Спостерігають за секрецією підшлункової залози. Через деякий час у дванадцятипалу кишку вводять 10 мл 0,5%-го розчину соляної кислоти. Вимірюють кількість соку, видаленого підшлунковою залозою. У дванадцятипалу кишку вводять 10–15 мл 0,5%-го розчину соляної кислоти, а через 10 хв — жовч. Спостерігають за виділенням жовчі. Жовчовиділення відразу посилюється. Одержані дані записують у зошит. Роблять висновки. Контрольні запитання 1. Як регулюється діяльність підшлункової залози? 2. Які фактори впливають на виділення жовчі?

65


Робота 25. Секреція кишкового соку Кишковий сік в сільськогосподарських тварин виділяється безперервно. Основним фактором, який викликає секрецію кишкового соку, є механічне подразнення слизової оболонки кишечника. Слід відзначити, що секреція кишкового соку може відбуватися і під час голодної періодичної діяльності шлунково-кишкового тракту. На всій довжині тонкого кишечника в слизовій оболонці розміщено ліберкюнові залози. У верхньому відділі дванадцятипалої кишки є бруннерові залози, які за своєю будовою і складом секрету нагадують залози пілоричної частини шлунка. Є в слизовій оболонці й бокаловидні клітини, які виробляють слиз. Внутрішня поверхня тонких кишок вкрита ворсинками. Механічні й хімічні подразники діють на нервові утворення в стінці кишечника (мейснерові та ауербахові сплетення). Мета досліду: ознайомитися з методикою отримання кишкового соку. Простежити за впливом механічних й хімічних подразників на кишкову секрецію. Для роботи необхідно: собака або інша тварина з ізольованою кишкою за Тірі-Велла, кульки з вовни, 0,2%-й розчин соляної кислоти, гумова трубка з дірочками, скляна лійка, мірний циліндр, стакани. Хід роботи. Голодного собаку ставляють в станок. Перед дослідом тварину привчають стояти там. Підв’язують скляну лійку під отвори ізольованої кишки. Під лійку ставляють мірний циліндр. Збирають порції соку, замірюють його і записують кожні 15 хв, а в кінці досліду будують криву секреції. Сік виділяється під час голодної діяльності кишечника. Під час спокою виділення соку не відмічається. Голодні скорочення повторюються через кожні 1,5–2 год і тривають 15–30 хв. Вводять гумову дренажну трубку з дірочками в ізольовану кишку (краще в оральний отвір). Сік головним чином витікає з ділянки кишки, в яку введено дренажну трубку. Через 15 або 30 хв визначають кількість виділеного кишкового соку і порівнюють з кількістю соку, добутого під час голодної діяльності кишечника. Вводять в отвір кишки 2–3 невеликі кульки з вовни. Спостерігають, що через деякий час вони виходять із значною кількістю рідкого кишкового соку. 66


Вливають в кишку 0,2%-й розчин соляної кислоти і промивають її фізіологічним розчином. При цьому спостерігається енергійне соковиділення. Роблять висновки. Контрольні запитання 1. Які методи отримання кишкового соку? 2. Причини, які обумовлюють виділення кишкового соку.

Робота 26. Ферментативні властивості кишкового соку Кишковий сік — безбарвна, мутнувата рідина, що складається з 97,6% води, 0,8% білка, інших органічних 0,73% і мінеральних 0,87% сполук. Густина кишкового соку 1,005–1,015, рН 7,4–5,7. В кишковому соку містяться ферменти, що діють на проміжні продукти розщеплення білків і вуглеводів. За своїм складом сік неоднаковий в різних ділянках тонких кишок. В дистальному напрямку голодної кишки рівень секреції соку і вмісту в ньому ферментів поступово зменшується, а кількість слизу збільшується. Мета досліду: довести ферментативні властивості кишкового соку. Для роботи необхідно: водяна баня (термостат), штатив з пробірками, піпетки, 3%-й розчин пептону (порошок пептону розчиняють у воді, кип’ятять і фільтрують), 4%-й розчин брому, 7%-й крохмальний клейстер. Хід роботи. Беруть три пронумеровані пробірки. В кожну наливають по 2 мл розчину пептону. До пробірки № 1 додають 1 мл кишкового соку, до № 2 — 1 мл шлункового соку, до № 3 — 1 мл підшлункового соку з п’ятьма краплинами кишкового соку. Пробірки ставлять у водяну баню на 40 хв з температурою 40°С. Потім виймають пробірки з водяної бані, в кожну додають 10 краплин 4%-го розчину брому. В пробірках № 1, 3 бромна вода дає рожеве забарвлення (реакція з амінокислотами). Дають пояснення. Беруть дві пробірки. В одну наливають некип’яченого, а в іншу — кип’яченого кишкового соку. Потім додають крохмального клейстеру і ставляють в теплу воду (40°С) на 30 хв. Витягують пробірки і спостерігають, що в пробірці з некип’яченим кишковим соком крохмаль поступово зникає. Дають пояснення. 67


Для досліду беруть свіжий кишковий сік, отриманий в попередньому досліді. При його відсутності готують екстракт слизової оболонки. Зняту свіжу слизову оболонку заливають п’ятикратним об’ємом 87%-го гліцерину і витримують 2 доби. Після чого додають 3 об’єми води і центрифугують для відділення осаду. Контрольні запитання 1. Склад і властивості кишкового соку. 2. Які ферменти містяться в кишковому соку?

Робота 27. Вивчення механізму всмоктування в гострому експерименті Всмоктування — складний фізіологічний процес, при якому поживні речовини транспортуються через слизову оболонку шлунковокишкового тракту в кров або лімфу. При цьому організм одержує всі необхідні речовини для енергетичних і пластичних процесів. Речовини всмоктуються завдяки таких процесів, як фільтрація, дифузія і осмос. У різних відділах травного тракту слизова оболонка має різну здатність всмоктувати поживні речовини. Основне всмоктування поживних речовин відбувається в тонкому кишечнику. Воно зумовлюється морфофункціональними особливостями слизової оболонки кишечника (велика поверхня) та наявністю у хімусі кишечника великої кількості продуктів гідролізу та води. Мета досліду: ознайомитися з процесом всмоктування води з гіпотонічного, ізотонічного і гіпертонічного розчинів кухонної солі в гострому досліді на кролику (собаці). Для роботи необхідно: кролик (собака), 0,1%-й, 0,9%-й і 2%-й розчини хлористого натрію, набір хірургічних інструментів, секундомір, штатив, канюлі, градуйована бюретка, затискачі, шовк, гумові трубки. Хід роботи. В наркотизованої тварини (кролик або собака) розтинають черевну стінку, витягують й ізолюють відрізок тонкої кишки довжиною 15–20 см (рис. 42). В обидва відрізки кишки вставляють канюлі. Канюлю одного кінця кишки 2 з’єднують гумовою трубкою 3 з градуйованою бюреткою 1, на іншу канюлю надівають гумову 68


трубку із затискачем 4. Кишку промивають. Заповнюють систему трубок теплим (38°С) 0,1%-м розчином хлористого натрію і опускають кишку в черевну порожнину. Вимірюють кількість всмоктаного розчину за 10 хв. Дослід повторюють з 0,9%-м і з 2%-м розчином хлористого натрію. Швидше за все всмоктується вода з гіпотонічного розчину. З гіпертонічного розчину вода майже не всмоктується, а об’єм розчину в кишечнику може збільшитись за рахунок переходу води з крові. Результати досліду записують у зошит. Роблять висновки.

Рис. 42

Контрольні запитання 1. Які речовини всмоктуються в тонкому відділі кишечника? 2. Яка швидкість всмоктування різних речовин в кишечнику?

Робота 28. Дослідження пристінкового травлення в кишечнику Поживні речовини розщеплюються не тільки в порожнині шлунково-кишкового тракту, а й на поверхні його слизової оболонки. Таке травлення називається пристінковим, контактним, або мембранним. Вперше це явище було відкрито російським ученим А. М. Уголєвим. Встановлено, що на поверхні ворсинок слизової оболонки тонкої кишки є численні мікро-ворсинки, які можна побачити за допомогою електронного мікроскопа. На цих мікроворсинках адсорбуються ферменти. В пристінковому травленні переробляються тільки дуже дрібні частинки корму, бо великі не можуть пройти між мікро-ворсинками. Пристінкове травлення значно прискорює як розщеплення поживних речовин, так і всмоктування продуктів гідролізу. Пристінкове травлення виявлене в передшлунках жуйних тварин. 69


Мета досліду: довести стимулювальний вплив шматочка стінки кишки на гідроліз крохмалю амілазою кишкового соку. Для роботи необхідно: свіжі шматочки тонкого кишечника (щура, кролика, птахів та ін.), 1%-й розчин сахарози або 0,2%-й розчин крохмального клейстеру, розчин Рінгера, 10%-й розчин NаОН, 1%-й розчин мідного купоросу, спиртівка, піпетки, термостат, лід, набір хірургічних інструментів. Хід роботи. З стінки голодної кишки вирізають п’ять шматочків площею в 1 см2. Наливають в пробірку 12 мл розчину Рінгера і занурюють в нього всі п’ять шматочків кишки. Пробірку ставлять в термостат з температурою 38°С на 10 хв. Наливають в 10 пробірок по 3 мл 1 %-го розчину сахарози (або 0,2%-го розчину крохмального клейстеру) і по 1 мл інкубованого розчину. В пробірки № 6–10 кладуть по шматочку відмитої тонкої кишки. Всі десять пробірок ставлять в термостат з температурою 38°С. Через кожні 3 хв виймають пробірки з серії (№1, 6; № 2, 7 і т.д.) і ставлять їх в холодну воду або сніг. Разом з вмістом кожної пробірки ставлять пробу Троммера на глюкозу. Проба Троммера. До вмісту пробірки доливають половину об’єму розчину NaOH і по краплях 1%-й розчин мідного купоросу до появи світло-синього забарвлення. Нагрівають до кипіння. Спочатку утворюється жовтий осад гідрату закису міді (CuOH), який при довгому нагріванні переходить в червоний осад закису міді (Сu2O). Звертають увагу на те, що гідроліз крохмалю (або сахарози) відбувається в пробірках обох серій. Проте в пробірках з шматочком кишки позитивна реакція спостерігається раніше, тобто гідроліз субстрату йде швидше. Адсорбовані ферменти слизової оболонки тонкої кишки сприяють пристінковому гідролізу крохмалю. Контрольні запитання 1. Пристінкове травлення, його суть і де воно відбувається? 2. Які ферменти беруть участь у пристінковому травленні? 3. Де більше ферментів у хімусі, чи біля стінки кишечника і чому?

70

Лабораторно-практичні роботи. Кров

ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. КРОВ Кров — рідка біологічна сполучна тканина організму, червоного кольору, солонувата на смак. В’язкість крові в чотири-п’ять раз перевищує в’язкість води. Кров складається з рідкої фази (плазми) і формених елементів — еритроцитів, лейкоцитів і кров’яних пластинок — тромбоцитів. Формені елементи становлять 40–45% об’єму крові, об’єм плазми — 55–60%. Кількість крові в організмі тварин і людини становить приблизно 7–8% живої маси. Кров виконує ряд важливих функцій. Транспортна функція полягає в постачанні тканини поживними речовинами (білками, жирами, вуглеводами), мінеральними солями, вітамінами, ферментами, киснем, водою. Кров також виносить з організму кінцеві продукти обміну: вуглекислий газ, сечовину, сечову кислоту та інші речовини, що виділяються з організму. Терморегулювальна функція. Кров, циркулюючи в організмі, вирівнює температуру тіла, віддаючи зайве тепло через легені й шкіру в навколишнє середовище. Температурні зміни крові впливають на відповідний центр гіпоталамусу, який регулює утворення і віддачу тепла. Захисна функція. В крові знаходяться різні антитіла, які захищають організм від хвороботворних мікробів та їхніх токсинів. Захисну роль виконують і лейкоцити. Зсідання крові також відноситься до цієї функції. Корелятивна функція полягає в постачанні тканин і органів гормонами й біологічно активними речовинами, які регулюють їхню діяльність. Кров разом з лімфою і тканинною рідиною утворює внутрішнє середовище організму (гемеостаз), сприятливе для життєдіяльності клітин, а також бере участь в підтримці постійного складу гомеостазу та фізико-хімічних властивостей організму. Крім того, кров наповнює кавернозні (печеристі) тіла статевих органів самців і самок під час статевого збудження.

71


Робота 29. Взяття крові в тварин Мета досліду: ознайомити студентів з технікою взяття крові у великих і малих тварин. Для роботи необхідно: піддослідні тварини, ефір, спиртовий розчин йоду, розчин лимоннокислого натрію, спирт, штатив з пробірками, ножиці Купера, черевоподібний скальпель, голки для взяття крові, вата. Хід роботи. При взятті крові тварин надійно фіксують, потім вистригають або вибривають волосяний покрив, протирають шкіру спиртовим розчином ефіру. Стерильною голкою проколюють шкіру, стінку судини і набирають відповідну кількість крові в стерильну колбочку чи пробірку. У коней, великої і малої рогатої худоби невелику кількість крові для морфологічного аналізу одержують з вушної вени, надрізаючи її або проколюючи голкою. Для одержання великої кількості крові в цих тварин роблять пункцію яремної вени на межі верхньої й середньої третини шиї. Після фіксації тварини великим пальцем лівої руки здавлюють вену нижче місця пункції, а потім проколюють кровопускаючою голкою шкіру й стінку вени. Голку вводять проти току крові під кутом 45° з лівого боку (рис. 43, а) і з правого (рис. 43, б) боку. У свиней невелику кількість крові одержують, надрізаючи стерильним скальпелем велику вушну вену. Для одержання значної кількості крові гострими ножицями або скальпелем відсікають кінчик хвоста довжиною до 1,5 см. Кров беруть в стерильну пробірку. Рану дезинфікують 5%-м спиртовим розчином йоду, а кінчик хвоста здавлюють гумовим кільцем або хірургічною петлею з шовку на добу. У собак невелику кількість крові одержують, надрізаючи край вуха або проколюючи м’яку частину ступні. Велику кількість крові одержують пункцією передньозовнішньої плюсневої вени, розміщеної на зовнішній поверхні гоРис. 43

72


Рис. 44

Рис. 45

73


мілки. Вену здавлюють нижче колінного суглоба. Голкою проколюють шкіру і стінку вени. Кров набирають у шприц. У кроликів малу кількість крові беруть з вушної вени зовнішнього краю вуха. Кролика садять у спеціальний ящик з отвором для голови. Перед взяттям крові вухо протирають спиртовим розчином ефіру. У морських свинок, щурів і мишей для взяття крові надсікають вухо або надрізають кінчик хвоста. При цьому вени вуха чи корінь хвоста здавлюють пальцями. В периферичну частину здавленої вени вводять тонку голку, і кров всмоктують в шприц. Місце уколу до і після взяття крові дезинфікують спиртовим розчином ефіру. У курей та індиків невеликі порції крові беруть, надрізаючи гребінь або сережки; в гусей і качок проколюють м’якоть ступні. Велику кількість крові в птиці беруть з підшкірної підкрильцевої вени. При цьому пір’я вискубують, вену здавлюють пальцем в ділянці ліктьового суглоба, прокол роблять під кутом ліктьового вигину (рис. 44, місце пункції позначено хрестиком). У зв’язку з швидким зсіданням крові в птиці місце проколу вени протирають протизсідаючою рідиною (антикоагулянтом). При цьому краплі крові, що виступили, переносять піпеткою в бюкс з антикоагулянтом. Після взяття крові місце пункції на кілька хвилин зажимають тампоном, змоченим дезинфікуючою рідиною. У риб невеликі дози крові беруть з підшкірної або глибокої хвостової артерії. Легким поворотом піпетки навколо осі перерізають стінку артерії, і кров самопливом надходить в піпетку (рис. 45). Крім того, кров у риб можна брати з серця. Для Цього ін’єкційну голку вводять за сагітальною лінією між грудинними плавцями з легким нахилом у бік голови. Для видалення слизу на шкірі місце пункції протирають 70%-м спиртом і просушують тампоном. У жаби кілька крапель крові можна одержати шляхом ампутації ножицями пальців лапки або шляхом пункції шкірної вени, яка розміщена посередині черева (шкіру спочатку надрізають). Одержують кров також і пункцією з оголеного серця. Контрольні запитання 1. Що таке кров і яка її роль в організмі тварин? 2. Назвати склад крові. 3. Як одержати кров у різних видів тварин? 4. Як запобігти зсіданню крові?

74


Робота 30. Визначення об’ємних співвідношень плазми і формених елементів крові Мета досліду: вивчити кількісне співвідношення плазми і формених елементів крові. Для роботи необхідно: кров тварини, лимоннокислий натрій (20– 30 мг на 10 мл крові), спирт, стерильна пробірка, центрифуга, центрифужні пробірки, вата. Хід роботи. В пробірку з антикоагулянтом вносять 10 мл крові, взятої з яремної вени тварини. Пробірку закривають стерильною пробкою і кілька раз перевертають для перемішування крові з антикоагулянтом. Потім кров переливають у центрифужні пробірки і центрифугують протягом 20 хв при 3000 хв–1. В результаті кров розшаровується на плазму і формені елементи. Об’єм плазми в крові становить близько 60%, формених елементів — 40%. Контрольне запитання Який об’єм займають плазма і формені елементи крові?

Робота 31. Одержання плазми, сироватки і фібрину Мета досліду: познайомити студентів з методиками одержання плазми, сироватки крові й фібрину. Для роботи необхідно: піддослідна тварина, лимоннокислий натрій, спиртовий розчин йоду, спирт, ефір, штатив з пробірками, голки для взяття крові, дерев’яні палички, ножиці, вата. Хід роботи. З яремної вени тварини беруть 10 мл крові в стерильну пробірку, в яку перед цим наливають 1 мл 5%-го розчину лимоннокислого натрію. Вміст пробірки перемішують і центрифугують (3000 хв–1) протягом 20 хв. При цьому формені елементи осядуть, а зверху залишиться плазма жовтуватого кольору. Для одержання сироватки пробірку з кров’ю ставлять у штатив і вмішують в термостат на 15–20 хв або витримують при кімнатній температурі. Через кілька хвилин кров зсідає, настає ретракція кров’яного згустка з виділенням сироватки солом’яно-жовтого кольору. 75


Для одержання фібрину в стаканчик вливають 10 мл крові, яку потім збовтують дерев’яною чи пластмасовою паличкою. При цьому волокна фібрину намотуються на паличку. Відмиті у воді під краном нитки фібрину набувають жовтого кольору. Кров, яка лишилася в стаканчику, називається дефібринованою. Контрольні запитання 1. Що являє собою плазма і сироватка крові? 2. Яка методика одержання плазми, сироватки й фібрину? 3. Яка кров називається дефібринованою?

Робота 32. Визначення в’язкості крові, плазми і сироватки В’язкість — показник внутрішнього зчеплення складових елементів крові — має велике значення для руху крові по судинній системі. Вона визначає гідродинамічні властивості крові. На в’язкість крові впливає кількість формених елементів, гемоглобіну та білків плазми. В’язкість крові вища від в’язкості води. Якщо в’язкість води прийняти за одиницю, то в’язкість крові дорівнює 3–5. Мета досліду: ознайомити студентів з методом визначення в’язкості крові, плазми й сироватки. Для роботи необхідно: піддослідні тварини, кров, плазма і сироватка крові, 10%-й розчин лимоннокислого натрію, злегка підсинена дистильована вода, фізіологічний розчин, набір інструментів для взяття крові, хімічні стакани ємністю 100 мл (2 шт.), мікропіпетка, віскозиметр, секундомір. Хід роботи. В’язкість крові, плазми й сироватки визначають віскозиметром (рис. 46) шляхом порівняння швидкості руху крові, плазми, сироватки й води в капілярних трубочках за умови однакової температури й тиску, які залежать від внутрішнього тертя в судині. Швидкість руху крові в капілярах віскозиметра порівнюють Рис. 46 76


з швидкістю руху води. При цьому швидкість току обернено пропорційна в’язкості. Результати досліду заносять у табл. 4. За швидкістю витікання рідини визначають відносну в’язкість щодо дистильованої води. В’язкість крові, плазми й сироватки визначають діленням їх витікання на час витікання води такого ж об’єму. В’язкість плазми й сироватки крові становить приблизно 1,7–2. Таблиця 4 Визначення відносної в’язкості Речовина

Час витікання рідини, с

Відносна в’язкість

Дистильована вода Цитратна кров Плазма крові Сироватка крові Контрольні запитання 1. Що таке в’язкість? 2. Як визначити в’язкість крові, плазми й сироватки?

Робота 33. Визначення реакції крові Реакція крові слабколужна, майже нейтральна, рН крові в сільськогосподарських тварин 7,4–7,5. Сталість рН крові зберігається буферними системами крові (карбонатною, фосфатною, білковою). Реакцію крові можна визначити за допомогою лакмусового паперу. Мета досліду: навчити студентів визначати реакцію крові. Для роботи необхідно: кров тварин, 10%-й розчин хлористого натрію, дистильована вода, очні піпетки, червона й синя, смужки лакмусового паперу. Хід роботи. Смужки червоного та синього лакмусового паперу змочити 10%-м розчином хлористого натрію. На кожну смужку нанести по краплі крові, через 30 с змити дистильованою водою. На червоній смужці лакмусового паперу залишається синювата пляма, що свідчить про слабколужну реакцію крові. В науково-дослідних 77


лабораторіях рН крові визначають більш точним електрометричним методом за допомогою іонометрів. Контрольні запитання 1. Яку реакцію має кров, за рахунок чого вона створюється? 2. Як визначити реакцію крові?

Робота 34. Визначення буферності сироватки крові Мета досліду: навчити студентів методики визначення буферності сироватки крові. Вивчити фізіологічне значення її буферних властивостей для організму тварин. Для роботи необхідно: сироватка крові, 0,1%-й спиртовий розчин фенолфталеїну, 0,01 н. розчин їдкого натрію, два хімічних стакани та дві піпетки. Хід роботи. В один хімічний стакан наливають 5 мл сироватки крові, в інший — 5 мл дистильованої води. В обидва стакани додають по краплі 0,1%-го розчину фенолфталеїну. Потім методом підрахунку крапель титрують вміст обох стаканів 0,01 н. розчином їдкого натрію до слабофіолетового кольору, який не зникає протягом 1 хв. З досвіду виходить, що до сироватки крові необхідно додати лугу більше, ніж до води. Контрольні запитання 1. За рахунок чого забезпечується буферність сироватки крові в організмі тварин? 2. Яке значення мають буферні властивості сироватки крові для організму тварин? 3. Як вивчити буферність сироватки крові? 4. Назвіть буферні системи крові. 5. Як діє бікарбонатна буферна система крові?

78


Робота 35. Підрахунок кількості еритроцитів В 1 мм3 крові знаходяться мільйони еритроцитів. Кількість їх в крові змінюється залежно від віку, статі, продуктивності, пори року та інших факторів. Основна функція еритроцитів — перенесення кисню до клітин організму та вуглекислого газу, навпаки, — до легень. Вони адсорбують на своїй поверхні амінокислоти. Еритроцити ссавців — без’ядерні, мають форму двовогнутого диска діаметром 5–7 мкм, товщиною 2–2,5 мкм. У риб, амфібій і птахів еритроцити овальної форми, значно більші за розмірами (11–13 мкм), мають ядро. Мета досліду: вивчити методику підрахунку еритроцитів. Для роботи необхідно: піддослідні тварини, кров, 3%-й розчин хлористого натрію, спирт, ефір, спиртовий розчин йоду, набір для взяття крові, покривні скельця, змішувачі (меланжери) для еритроцитів, лічильні камери, мікроскоп, вата. Хід роботи. Одержану кров розводять в змішувачах 3%-м розчином хлористого натрію у 200 раз. З свіжої другої краплі (першу знімають ватою) кров насмоктують у меланжер з гумовою трубкою до позначки 0,5; кінчик меланжера витирають ватним тампоном. Потім опускають кінчик меланжера в посудину з 3%-м розчином хлористого натрію і насмоктують його у змішувач до позначки 101 (рис. 47, а). Меланжер закривають великим і середнім пальцями, а його вміст ретельно перемішують протягом 2 хв.

Рис. 47

79


На поверхню лічильної камери притирають покривне скло. Четверту краплю (перші три видувають з кінчика меланжера на ватку) рідини меланжера наносять на середнє поле камери під покривне скло, заповнюючи камеру так, щоб до неї не потрапило повітря. Лічильна камера (рис. 47, в) являє собою прямокутне шліфоване предметне скельце з трьома прямокутними площинами, розділеними жолобками. Середня площина додатково розділена жолобком на дві частини, на кожній з яких нанесено сітки глибиною 0,1 мм. Сітка Горяєва складається з 225 великих квадратів (2 на рис. 47, г). Частина великих квадратів розділена на менші, по 16 малих квадратів у кожному великому. Бік малого квадрата 1 дорівнює 1/20 мм, його площа — 1/20  1/20 мм = 1/400 мм2. Об’єм 1/400 мм2  1/10 мм = 1/4000 мм3. Заповнену розбавленою кров’ю камеру вмішують під мікроскоп і розглядають сітку в полі зору спочатку при малому збільшенні, а потім при великому. В камері підраховують еритроцити в п’яти великих квадратах, кожний з яких розділений на 16 маленьких, за діагоналлю зверху вниз, зліва направо. Для підрахунку еритроцитів, на аркуші паперу в клітинку, малюють п’ять великих квадратів, розділяючи кожний з них на 16 маленьких. Схему підрахунку еритроцитів у великому квадраті наведено на рис. 48. Еритроцити, позначені знаком «+», рахують, а зі знаком «–» ні. Цифри в квадратах означають кількість еритроцитів. В кожний малий квадрат вписують результат підрахунку. При цьому підраховують еритроцити, які лежать в середині маленького квадрата на його лівому і верхньому боці. Еритроцити, що лежать на правому і нижньому боці не рахують. Цього правила до-

Рис. 48

80

Рис. 49


тримуються для того, щоб запобігти дворазовому підрахунку еритроцитів. Кількість еритроцитів в 1 мм3 крові підраховують за формулою Х = 4  4000  200/80 = 4  10000, де X — кількість еритроцитів у 1 мм3, А — кількість еритроцитів у 80 малих квадратах; 1/4000 мм3 — об’єм малого квадрату; 200 — ступінь розведення крові. На практиці застосовують більш прості методи обчислення кількості еритроцитів. Для цього кількість еритроцитів, підрахованих у 80 малих квадратах, перемножують на 10000. У наукових лабораторіях кількість еритроцитів підраховують на фотоелектричному еритрогенометрі (рис. 49, де 1 — гніздо для кювети; 2 — щит для фільтрів; 3 — мікроамперметр з коректором; 4 — сигнальна лампа; 5 — ручка для настроювання ширини шкали; 6 — перемикач «еритроцити-гемоглобін»; 7 — сітьова колодка; 8 — відліковий диск; 9 — ручка відлікового диска; 10 — кнопка мікровмикачів; 11 — ручка змінного опору). Детально описана методика підрахунку еритроцитів додається до інструкції зазначеного приладу. Контрольні запитання 1. Роль еритроцитів в організмі тварин. 2. Де утворюються еритроцити? 3. Кількість еритроцитів у сільськогосподарських тварин. 4. Чому для підрахунку еритроцитів кров розбавляють 3% розчином кухонної солі? 5. Чи знаєте Ви, що розмістивши всі еритроцити коня, один в один, то ними можна опоясати земний шар 2,5 рази?

81


Робота 36. Підрахунок кількості лейкоцитів Лейкоцити — великі, з ядрами, білі клітини різного розміру (діаметр 10–20 мкм) і форми. В організмі вони виконують захисну, синтетичну та інші функції. Кількість лейкоцитів значно коливається і залежить від виду тварини, її віку, годівлі, фізіологічного стану організму та інших факторів. Лейкоцити підраховують в 1 мм3 крові. Мета досліду: засвоїти методику підрахунку лейкоцитів. Для роботи необхідно: піддослідні тварини, кров, 2%-й розчин оцтової кислоти, підфарбованої метиленовою синькою, спирт, ефір, спиртовий розчин йоду, набір інструментів для взяття крові, покривні скельця, змішувачі для лейкоцитів, лічильні камери, мікроскопи, вата. Хід роботи. Змішувач для лейкоцитів (див. рис. 47, б) за об’ємом у 10 раз менший за змішувач для еритроцитів. На капілярі змішувача є позначки 0,5 і 1,0, а над ампулоподібним розширенням — 11. Кулька для перемішування крові білого кольору. Кров розводять у змішувачі в 10 чи 20 раз. В змішувач до позначки 0,5 насмоктують кров і розводять її, доводячи рівень до позначки 11, 2%-м розчином оцтової кислоти, підфарбованої метиленовою синькою (розведення у 10 раз). Розчин оцтової кислоти гемолізує еритроцити, а ядра лейкоцитів при цьому зафарбовуються в блакитний колір і чітко виділяються в полі зору під мікроскопом. Одну краплю розбавленої крові видувають з меланжера на ватку, а наступну наносять на лічильну камеру під покривне скельце, як і для підрахунку еритроцитів. Підрахунок лейкоцитів проводять при малому чи середньому збільшенні в ста великих квадратах камери Горяєва чи Фукс–Розенталя. Враховуючи, що об’єм одного великого квадрата дорівнює 1/250 мм3, обчислення кількості лейкоцитів здійснюють за формулою Х = М  250  20/100 = 50 М, де X — кількість лейкоцитів в 1 мм3 крові; М — кількість лейкоцитів у ста великих квадратах; 20 —ступінь розведення крові. Контрольні запитання 1. Будова лейкоцитів та їх фізіологічне значення. 2. Як визначити загальну кількість лейкоцитів у крові? 3. Кількість лейкоцитів у різних видів тварин.

82


Робота 37. Виведення лейкоцитарної формули Відсоткове співвідношення окремих форм лейкоцитів називають лейкоцитарною формулою, яка визначається підрахунком різних форм лейкоцитів у мазку крові під мікроскопом з імерсійною системою. За морфологічною будовою всі лейкоцити можна поділити на дві групи: незернисті та зернисті. До незернистих лейкоцитів відносять лімфоцити й моноцити. Зернисті лейкоцити залежно від здатності зерен їхньої протоплазми сприймати кислі, основні та нейтральні фарби поділяють на еозинофіли, базофіли й нейтрофіли. Аналіз лейкоцитарної формули використовують при визначенні функціонального стану організму для діагностики захворювань сільськогосподарських тварин. Мета досліду: ознайомити студентів з окремими формами лейкоцитів і технікою виведення лейкоцитарної формули крові здорової тварини. Для роботи необхідно: кров, кедрова олія, метиловий спирт, ефір, фарба Романовського–Гімзи, дистильована вода, мікроскоп з імерсійним об’єктивом, освітлювач, предметні скельця, шліфовані покривні скельця, емальований тазик, місток з двох скляних паличок, очна піпетка, мірний циліндр ємністю 10 мл. Хід роботи. Готують мазок крові. Для цього краплю крові наносять на край сухого знежиреного предметного скельця. Великим і вказівним пальцями правої руки затискають покривне скельце і ведуть його по предметному під кутом 45° до краплі крові, до стикання з її краєм. Коли кров розійдеться по лінії стикання, тоді покривне скельце повільно рухають в напрямку великого пальця під тим же кутом. Мазок повинен бути рівномірним і тонким, з рівними краями. Його сушать на повітрі, на ньому тонкою голкою пишуть номер тварини і дату взяття крові. Для фіксації на мазок наливають 4–5 крапель метилового спирту, а через 3 хв спирт зливають, а мазок підсушують на повітрі. Висушений мазок покривають фарРис. 50 бою Романовського–Гімзи, 83


розведеною дистильованою водою 1 : 3. Через 30 хв мазок промивають дистильованою водою і висушують, а потім розглядають під мікроскопом з імерсійним об’єктивом. Для цього на одну з крайніх ділянок мазка наносять краплю кедрової (імерсійної) олії і опускають об’єктив (  90). Підрахунок лейкоцитів ведуть за ламаною лінією — меандром. На одній ділянці необхідно підрахувати 25 лейкоцитів. Всього на чотирьох ділянках слід підрахуРис. 51 вати 100 лейкоцитів (рис. 50). Кожен лейкоцит заносять в табл. 5, що складається з 100 квадратів: 10 по горизонталі й 10 по вертикалі. Для підрахунку форм лейкоцитів можна використати спеціальний лічильник (рис. 51, а, де для клавіатури Таблиця 5 Таблиця Єгорова для підрахунку різних форм лейкоцитів і виведення лейкоцитарної формули Форма лейкоцитів

Кількість форм лейкоцитів у графі

Нароста- Кількість ючим форм підсумлейко10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 ком цитів, %

Е Б

Ю  Н П С  Л М Кількість форм 10 10 10 10 10 10 10 10 10 10 100 лейкоцитів у графі У м о в н і п о з н а ч е н н я : Е — еозинофіли, Б — базофіли, Ю —юні форми, П — паличкові, С — сегментовані, Л — лімфоцити, М — моноцити.

84


(рис. 51, б) прийнято такі позначення: 1 — лімфоцити; 2 — базофіли; 3 — моноцити; 4 — еозинофіли; 5 — нейтрофіли, до складу яких входять мієлоцити, юні форми, паличкові, сегментовані; 6 — патологічні елементи). Після підрахунку визначають співвідношення різних груп лейкоцитів. Одержані дані порівнюють з показчиками норми. Лейкоцитарну формулу здорових сільськогосподарських тварин наведено в табл. 6. Таблиця 6 Лейкоцитарна формула сільськогосподарських тварин (за С. Ю. Ярославом) Вміст окремих видів лейкоцитів, Вид тварини

Е

В

Велика рогата худоба

6,5

Свиня Кінь Кролик

Нейтрофіли

Л

М

20,0

54,3

7,0

4,0

40,0

47,0

3,0

1,2

50,0

39,0

3,0

Ю

П

С

0,75

—

6,5

3,0

1,2

2,1

4,0

0,6

—

0,5–1,2 1,8–8,0 0–0,5 0,5–4,2 14,0–47,0 39,0–83,0 1,1–5,0 Контрольні запитання

1. Визначення лейкоцитарної формули та її фізіологічне значення. 2. Методика приготування мазка крові для виведення лейкоцитарної формули. 3. Характеристика різних форм лейкоцитів. 4. Видові та вікові особливості лейкоцитарної формули. 5. Значення різних форм лейкоцитів. 6. Чим характерні лімфоцити? 7. Яке ядро і яку протоплазму мають моноцити? 8. Який вигляд мають еозинофіли?

85


Робота 38. Визначення кількості гемоглобіну в крові (за Салі) Гемоглобін (Нb) — складний білок (хромопротеїд), який міститься в еритроцитах і становить до 90% сухої речовини. Він складається з білка глобіну (96%) і барвної речовини — гему (4%). Гемоглобін транспортує кисень до тканин організму. Про окислювальні властивості крові роблять висновки за кількістю гемоглобіну, яка залежить від виду, віку і фізіологічного стану тварини. Визначення кількості гемоглобіну проводиться калориметричним методом за допомогою гемометра Салі. Його принцип полягає в тому, що гемоглобін крові в розчині соляної кислоти переходить в солянокислий гематин, колір якого потім порівнюють з стандартним розчином гематину відповідної концентрації. Мета досліду: засвоїти методику визначення гемоглобіну за методом Салі. Для роботи необхідно: кров тварин, пробірки з штативом, 0,1 н. розчин соляної кислоти, спирт, ефір, спиртовий розчин йоду, дистильована вода, набір для взяття крові, піпетка для крові, піпетка для води, вата, гемометр Салі (рис. 52, де 1 — піпетка для дистильованої води; 2 — скляна паличка; 3 — штатив з пробірками; 4 — мірна піпетка для взяття крові). Хід роботи. В градуйовану пробірку гемометра до нижньої мітки 10 наливають 0,1 н. розчин соляної кислоти. В капілярну піпетку через гумову трубочку насмоктують 20 мм3 крові й видувають її в пробірку приладу. Не виймаючи піпетки з розчину, кілька раз промивають її. Капіляр виймають з пробірки, скляною паличкою ретельно перемішують її вміст і ставлять пробірку в штатив приладу на 5 хв. При цьому в пробірці утворюється солянокислий гематин, який надає гемолізоРис. 52 86


ваній крові коричневого забарвлення, через 5 хв у пробірку по краплях (постійно мішаючи скляною паличкою) додають дистильовану воду до збігу кольору розчину зі стандартом. Поділки на шкалі пробірки, до якої піднялася рідина, показують кількість гемоглобіну в грам-відсотках і одиницях Салі. Перерахунок з однієї шкали на іншу простий, наприклад: 15 г-%  6 = 90 од., а 75 од. : 6 = 12,5 г-%. Вміст гемоглобіну в крові головним чином визначається у грам-відсотках. Крім гемометра Салі, для визначення кількості гемоглобіну в крові сільськогосподарських тварин використовують інші прилади: еритрогемометри і фотоелектрокалориметри. Вміст гемоглобіну в крові сільськогосподарських тварин становить 10–15 г-%. Контрольні запитання 1. Фізіологічне значення гемоглобіну в крові. 2. Суть методики визначення кількості гемоглобіну в крові гемометром Салі. 3. Кількість гемоглобіну в різних видів сільськогосподарських тварин.

Робота 39. Обчислення кольорового показника Кольоровий показник свідчить про середню ступінь насичення гемоглобіном одного еритроцита. Кольоровий показник обчислюють за формулою Hb2 = Ер1/(Ер2  Нb1), де Hb2 — кількість гемоглобіну в піддослідної тварини; Ер2 — кількість еритроцитів у піддослідної тварини; Нb1, —середня кількість гемоглобіну в нормі у тварини даного виду; Ер1 — середня кількість еритроцитів у нормі у тварини даного виду; Нb2/Ер2 — відносна кількість гемоглобіну в одному еритроциті в нормі у тварин даного виду. Порівнюючи ці величини, одержуємо потрібну формулу: (Hb2/Ep2) (Нb1/Ер1) = (Нb2 Ер1)/(Ер2/Нb1), 87


Для визначення кольорового показника кількість гемоглобіну може бути виражена в грам-відсотках і одиницях Салі. Наприклад, в піддослідної корови встановлено 8 г-% гемоглобіну, еритроцитів у 1 мм3 крові — 4 млн. В нормі великої рогатої худоби в середньому гемоглобіну 11 г-%, еритроцитів у 1 мм3 — 6 млн. Кольоровий показник дорівнює (Нb2  Ер1)/(Ер2  Нb1) = (8  6)/(4  11) = 1,09. При деяких захворюваннях вміст гемоглобіну і кількість еритроцитів змінюється не однаково, тобто в одній і тій самій кількості еритроцитів вміст гемоглобіну може бути різним. Контрольне запитання Що таке кольоровий показник і як його визначити у піддослідних тварин?

Робота 40. Спектральний аналіз крові Гемоглобін еритроцитів крові з’єднується з киснем (НbO2), вуглекислим газом (НbСO2) та іншими речовинами. Наприклад, з оксидом вуглецю утворюється карбоксигемоглобін (НbСO). Якщо на оксигемоглобін подіяти сильними окислювачами (бертолетовою сіллю, перекисом водню, озоном, залізоціанистим калієм тощо), утворюється стійка необоротна сполука з гемоглобіном метгемоглобін (МНb), у якій залізо знаходиться в оксидній тривалентній сполуці. Гемоглобін і його сполуки мають характерний спектр поглинання. Мета досліду: ознайомитись з сполуками гемоглобіну за допомогою спектроскопа. Для роботи необхідно: кров, дистильована вода, реактив Стокса, аміачний спирт, дефібринована кров, розчин заліз-оціанистого калію, сірчана й мурашина кислоти, спектроскоп, штатив з чотирма пробірками. Хід роботи. Сполуки гемоглобіну визначають спектроскопом (рис. 53), який складається з двох металевих трубок 1 з набором призм; рукоятки-заслінки 2; лапки 3; дзеркала 4; окулярів 5 та гвин88


та 6. Призми розкладають білий колір на всі складові кольори, які утворюють спектр. Прилад обладнаний пристосуванням, яке регулює ширину щілини. Спектроскоп закріплюють на штативі, відкривають щілину й освітлюють її. Встановлюють окуляр 5 так, щоб чітко Рис. 53 можна було розрізнити спектр. У пробірку № 1, в якій визначають оксигемоглобін, наливають 8 мл дистильованої води, вносять дві краплі крові й збовтують. Пробірку з розчиненою кров’ю підносять до об’єктива спектроскопа і розглядають спектр: у зелено-жовтій частині спектра — дві смуги поглинання. В пробірці № 2 визначають відновлений гемоглобін. Відновлюють його доданням до розбавленої крові (4 мл дистильованої води і 10 крапель крові) п’яти крапель відновлювача — реактиву Стокса, який складається з однієї частини залізного купоросу і двох частин винної кислоти, розчинених у 15 частинах дистильованої води. Перед використанням до реактиву додають аміак до слабколужної реакції. Після додання до розбавленої крові кількох крапель реактиву Стокса яскраво-червоне забарвлення змінюється на синювато-червоне, характерне для гемоглобіну. Спектр відновленого гемоглобіну має одну широку смугу поглинання. У пробірці № 3 визначають спектр метгемоглобіну. В цьому випадку до дефібринованої крові, розбавленої в п’ять раз дистильованою водою, додають кілька крапель концентрованого розчину залізоціанистого калію і вміст пробірки перемішують. При цьому розчин робиться оранжевим. Метгемоглобін має чотири смуги поглинання в червоному спектрі. У пробірці № 4 визначають спектр поглинання карбоксигемоглобіну. Для його одержання необхідно через дефібриновану кров пропустити оксид вуглецю, який отримують внаслідок дії сірчаної кислоти на мурашину. Спектр карбоксигемоглобіну має дві смуги поглинання, подібні до смуг оксигемоглобіну, але зміщені до фіолетового спектра і такі, що не зникають під впливом редукованих речовин (рис. 54, де а — відновлений гемоглобін (одна широка смуга між лініями D та Е); б — оксигемоглобін (дві темні смуги між лініями D та Е); в — карбоксигемоглобін; г — метгемоглобін; B–G — основні фраунгоферові лінії сонячного спектра; цифрами позначено довжину хвиль, мкм). 89


Рис. 54 Контрольні запитання 1. Сполуки гемоглобіну. 2. Дати характеристику кожній сполуці гемоглобіну.

Робота 41. Одержання кристалів геміну Мета досліду: ознайомитись з методикою одержання кристалів геміну. Одержати кристали геміну і замалювати їх форму. Для роботи необхідно: свіжа кров піддослідної тварини, кухонна сіль, льодяна оцтова кислота, спиртівка, мікроскоп, предметне і покривне скельця. Хід роботи. Краплю крові наносять на чисте предметне скельце, додають кілька маленьких кристалів кухонної солі, льодяної оцтової кислоти і накривають покривним скельцем. Предметне скельце підігрівають на спиртівці до випаровування і зникнення запаху оцтової кислоти. Препарат розглядають під середнім збільшенням мікроскопа. Утворені кристали геміну мають вигляд паралелограмів коричневого кольору, що стверджує наявність крові, на відміну від фарби на предметному Рис. 55 скельці (рис. 55). 90


Контрольне запитання Де використовують методику дослідження кристалів геміну?

Робота 42. Одержання кристалів гемоглобіну Мета досліду: ознайомитись з методикою одержання кристалів гемоглобіну. Для роботи необхідно: кров, хлороформ, канадський бальзам, ефір, мікроскопи, предметні й покривні скельця, вата. Хід роботи. На чисте предметне скельце наносять краплю свіжої крові й канадського бальзаму, розведеного хлороформом, перемішують скляною паличкою, накривають покривним скельцем. Через 10 хв розглядають під великим збільшенням мікроскопа. На препараті помітні кристали гемоглобіну вишнево-червоного кольору.

Рис. 56

Кристали гемоглобіну крові різних видів тварин відрізняються за формою (рис. 56, де а — кристали гемоглобіну свині; б — собаки; в — морської свинки; г — коня). Контрольні запитання 1. Характеристика кристалів гемоглобіну сільськогосподарських тварин. 2. Чи можна по кристалам геміну визначити до якої тварини належить досліджувана кров?

91


Робота 43. Визначення осмотичної стійкості еритроцитів Властивість еритроцитів протистояти зниженню осмотичного тиску середовища зветься осмотичною стійкістю, або резистентністю. Для спостереження осмотичної стійкості еритроцити вносять в розчин натрію хлориду різної концентрації. Мета досліду: встановити, за яких концентрацій натрію хлориду зберігається стійкість еритроцитів. Для роботи необхідно: дефібринована кров, 1%-й розчин натрію хлориду, дистильована вода, штатив з пробірками, піпетка ємністю 10 мл. Хід роботи. В п’ять пробірок піпеткою наливають різну кількість 1%-го розчину натрію хлориду: в № 1 — 1, № 2 — 3, № 3 — 5, № 4 — 7, № 5 — 9 мл. Вміст кожної пробірки доводять до 10 мл дистильованою водою. Потім в кожну пробірку вносять по п’ять крапель крові, струшують і ставлять пробірки в штатив на 10–15 хв. При цьому в пробірках № 1 і 2 відбудеться повний гемоліз, в пробірці № 3 — частковий. Вміст пробірок № 4 і 5 не зміниться. Через 60 хв еритроцити осядуть на дно, і розчин зробиться безбарвним. Отже, стійкість еритроцитів зберігається при концентраціях натрію хлориду 0,5–0,7% (табл. 7). Таблиця 7 Визначення осмотичної стійкості еритроцитів Розчин 1%-й розчин натрію хлориду, мл Дистильована вода, мл Разом, мл Концентрація натрію хлориду, % Результат

1 1 9 10 0,1 +

Номер пробірки 2 3 4 3 5 7 7 5 3 10 10 10 0,3 0,5 0,7 + + —

5 9 1 10 0,9 —

У здорових тварин мінімальна межа стійкості (резистентності) еритроцитів знаходиться в межах 0,4–0,6%-го розчину натрію хлориду. При зниженні його концентрації до 0,3–0,2% настає повний гемоліз еритроцитів. Резистентність їх залежить від умов годівлі й утримання тварин. Контрольні запитання 1. Резистентність еритроцитів. 2. Гемоліз еритроцитів і причини його виникнення.

92


Робота 44. Швидкість осідання еритроцитів (ШОЕ) Кров, розведена 5%-м розчином лимоннокислого натрію, через деякий час поділяється на два шари. Еритроцити внаслідок великої густини поступово осідають, а зверху залишається прозорий шар плазми. В різних тварин осідання еритроцитів проходить з різною швидкістю, яка коливається в дуже великих межах і залежить від стану колоїдів плазми, кількості еритроцитів, їхніх електрозарядів та інших факторів. Значення ШОЕ різко збільшується при патологічних станах організму. Мета досліду: ознайомитись з методикою визначення ШОЕ. Для роботи необхідно: 5%-й розчин лимоннокислого натрію, ефір, спирт, лимоннокислий натрій (порошок), прилад Панченкова (рис. 57), годинникове скло, еритроседіометр (пробірка Неводова), вата. Хід роботи. Для великих тварин ШОЕ визначають в пробірці Неводова, для малих — в приладі Панченкова. Останній складається з штатива і набору капілярів діаметром 1 мм. На кожному капілярі є позначка 50 або буква Р (розчин), а у верхній частині — 0 або буква К (кров). Визначення швидкості осідання еритроцитів за ПанченРис. 57 ковим. Перед роботою капіляр промивають 5%-м розчином лимоннокислого натрію. Потім набирають до позначки Р 5%-й розчин лимоннокислого натрію і виливають на годинникове скло. В той же капіляр двічі набирають кров до позначки К і виливають на годинникове скло. Кінцем капіляра все змішують. Капіляр наповнюють змішаною з розчином кров’ю до позначки К і ставлять у штатив у вертикальному положенні. Осідання еритроцитів спостерігають протягом години. Висота стовпчика плазми в міліметрах над еритроцитами, які осіли, і є мірою швидкості осідання еритроцитів, що має діагностичне значення у ветеринарній практиці. 93


Середня ШОЕ у здорових сільськогосподарських тварин така: у коней — 64, великої рогатої худоби — 0,58, свиней — 30, овець — 0,8 мм за 1 год. Визначення швидкості осідання еритроцитів за Неводовим. Цим методом визначають ШОЕ у великих сільськогосподарських тварин. Використовують еритроседіометр, що являє собою градуйовану пробірку висотою 17 см і діаметром 0,8–0,9 см з поділками вид 0 до 100 зверху вниз (рис. 58). Хід роботи. До еритроседіометра вносять 2 мл 4%-го розчину лимоннокислого натрію, кров коня з яремної вени до позначки 0. Вміст змішують обережним перевертанням пробірки кілька раз і ставлять її вертикально в штатив. ШОЕ реєструють через кожні 15 хв протягом години і через 24 год. Рис. 58 Контрольні запитання 1. Механізм швидкості осідання еритроцитів. 2. З якою метою визначають швидкість осідання еритроцитів?

Робота 45. Фагоцитоз Фагоцитоз — це процес захвату й поглинання мікроорганізмів, фрагментів клітин лейкоцитами з наступним внутрішньоклітинним перетравленням за допомогою ферментів. Мета досліду: ознайомлення з фагоцитозом. Для роботи необхідно: жаби, фізіологічний розчин, мікроскоп, шприц, предметні й покривні скельця, туш. Хід роботи. За добу до дослідження у черевну порожнину або в спинний лімфатичний мішок жаби вводять туш. При цьому відбувається реакція накопичення в лімфі лейкоцитів з фагоцитованими частинками туші. Перед дослідженням жабу умертвляють, після чого беруть краплю лімфи з лімфатичного мішка, наносять на предметне скельце і накривають покривним. Препарат роздивляються під великим збільшенням мікроскопа і знаходять лейкоцити, заповнені тушшю. В лімфі контрольної жаби фагоцитованих лейкоцитів не знахо94


дять. Замість лімфи можна взяти краплю крові, відрізавши ножицями палець у жаби, яку потрібно змішати з 0,6%-м розчином натрію хлориду, і розглянути препарат під мікроскопом з великим збільшенням. Контрольні запитання 1. У чому полягає суть фагоцитозу? 2. Характеристика методики дослідження фагоцитозу.

Робота 46. Визначення швидкості зсідання крові Зсідання крові є вторинним захисним пристосуванням, яке включається при пошкодженні судин. Воно визначається часом від початку витікання крові з кровоносної судини до утворення її згустка. Зсідання крові — складний процес, у якому беруть участь ферменти тромбокіназа і протромбаза — і проходить у три фази. Мета досліду: ознайомлення з процесом зсідання крові й факторами, що впливають на швидкість зсідання. Для роботи необхідно: свіжа кров, спирт, ефір, спиртовий розчин йоду, скарифікатори, спиртівка, вата, предметні скельця, скляні палички. Хід роботи. Найпростішим методом визначення швидкості зсідання крові є метод Мелана, за яким час зсідання визначається за ступенем деформації краплі крові, що знаходиться на предметному скельці Скарифікатором проколюють палець. На шість предметних, попередньо знежирених, скельц наносять по краплі крові, відмічаючи час взяття кожної. Предметні скельця з краплями крові накривають лійкою, в звуженій частині якої знаходиться зволожена водою марля (запобігання підсиханню крові). Через кожну хвилину нахиляють предметне скельце і спостерігають форму краплі. Якщо при цьому крапля крові змінює свою форму, то це скельце відкладають в бік. Таку ж маніпуляцію через 1 хв послідовно пророблюють з кожним скельцем, поки на одному з них крапля крові не буде змінювати свою форму. Час від нанесення крові на скельце до її зсідання і буде відповідати швидкості зсідання крові. В нормі швидкість зсідання крові коней в середньому дорівнює 9–12 хв; великої рогатої худоби — 6,5; свиней — 3,5; собак — 2,4; птиці — 0,5–2 хв. 95


Контрольні запитання 1. Фізіологічне значення зсідання крові. 2. Фази зсідання крові. 3. Швидкість зсідання крові в сільськогосподарських тварин.

Робота 47. Визначення груп крові Під час переливання крові необхідно з’ясувати питання сумісності крові потенційного донора з кров’ю реципієнта й визначити групу крові. В еритроцитах сільськогосподарських тварин знаходиться значна кількість кров’яних факторів (антигенів), які під час переливання крові зустрічаються з однойменними антитілами і спричиняють реакції аглютинації або гемолізу. У великої рогатої худоби виявлено близько 85 таких факторів, об’єднаних в 11 генетичних систем. В кожній системі є кілька антигенних факторів. Цю біологічну особливість використовують в імуногенетиці. Для визначення груп крові великої рогатої худоби необхідно мати більше 50 сироваток крові, які містять різні комбінації антитіл. У свиней виявлено 11 систем груп крові й близько 50 антигенів. Групи крові в сільськогосподарських тварин ще повністю не вивчені, ця галузь весь час поповнюється новими даними. Для порівняння наведемо методику визначення груп крові й резус-фактора в людини. Таблиця 8 Класифікація груп крові за Янським

96

Група крові

Аглютиногени еритроцитів

Аглютиніни плазми

І

Немає

 

II

А

III

В

 

IV

АВ

Немає


Сироватка крові одного індивідума здатна склеювати еритроцити іншого. Цей процес називається гемоаглютинацією. В сироватці крові знаходяться аглютиніни  і  , здатні склеювати еритроцити, а в еритроцитах є аглютиногени А і В. Аглютинація еритроцитів виникає, коли фактор А донора зустрічається з фактором  реципієнта, а фактор  донора — з фактором  реципієнта. Залежно від наявності тих чи інших факторів кров людей ділять на чотири групи (табл. 8). Мета досліду: ознайомитись з методикою вивчення груп крові у людини. Для роботи необхідно: стандартні сироватки II і III груп, кров, ефір, спирт, скарифікатори, спиртівка, вата, предметне скельце, олівець по склу, дві скляні палички. Хід роботи. На чистому знежиреному предметному скельці зробити помітки олівцем: зліва — II група сироватки, справа ІІІ група. Різними піпетками нанести на предметне скельце по краплі сироватки II і III груп. Рис. 59 Скляною паличкою взяти краплю крові й змішати з краплею сироватки II групи, а потім другу краплю крові (іншою паличкою) змішати з краплею сироватки III групи. Протягом 2–3 хв предметне скельце великим і вказівним пальцями правої руки похитуємо до повного змішування сироватки з краплями крові. Аглютинація відбувається або відсутня. При цьому визначаємо групи крові (рис. 59). Відсутність аглютинації (позначена темним на рис. 59) в обох пробах означає, що досліджувана кров належить до І групи; в разі аглютинації з сироваткою III групи — до II групи; з сироваткою II групи — до ІІІ групи;. при аглютинації в обох пробах кров належить до IV групи. Встановлено, що близько 45% населення має кров І групи, 35 — II, 15 — IIІ, 6% — кров IV групи. Рис. 60 97


Схему переливання різних груп крові наведено на рис. 60. Кров І групи можна переливати реципієнту будь-якої групи крові, II — II і IV, III — IIІ і IV, кров IV групи — тільки реципієнту IV групи. Людина, що має І групу крові, зветься універсальним донором, а IV групи універсальним реципієнтом (їй можна переливати кров будь-якої групи). Контрольні запитання 1. Чим обґрунтована сумісність і несумісність крові? 2. Методика визначення груп крові. 3. Яких правил слід дотримуватись при переливанні крові? 4. Значення вчення про групи крові.

Робота 48. Визначення резус-фактора У 1940 р. К. Ландштейнер та І. Вінер виявили в еритроцитах мавп виду макак-резус резус-фактор (або резус-аглютиноген). Цей аглютиноген є у 85% людей (резус-позитивна кров), у 15% він відсутній (резус-негативна кров). Якщо кров людини з позитивним резусфактором перелити людині, що має резус-негативну кров, то в останньої утворюються імунні антирезус-аглютиніни. Повторне введення такій людині резус-позитивної крові може призвести до розвитку гемотрансфузних ускладнень. У разі шлюбу резус-позитивного чоловіка з резус негативною жінкою плід часто успадковує резус-фактор батька. У цьому випадку кров плоду потрапляє в організм матері й викликає утворення антирезус-аглютинінів. Через плаценту вони дифундують в кров плоду, спричиняють руйнування еритроцитів і внутрішньосудинне зсідання крові. Висока концентрація антирезусаглютинінів призводить до смерті плоду з наступним його розкладом. У разі легких форм резус-несумісності плід народжується живим, але з гемолітичною жовтухою. Тому майбутніх резус-несумісних батьків необхідно попереджувати про можливі наслідки. Для визначення резус-фактора застосовують сироватки, що мають антирезус-аглютиногени, які виготовляються для всіх чотирьох груп крові системи АBО. Резус-фактор легко визначити експресметодом Соловйової. 98


Мета досліду: ознайомити студентів з методикою визначення резус-фактора. Для роботи необхідно: антирезусна стандартна сироватка різних груп, спирт, стерильні бактеріологічні чашки, скарифікатори, спиртівка, вата, водяна баня, лупа. Хід роботи. Дві краплі стандартної антирезусної сироватки відповідної групи (за системою АBО), до якої належить піддослідний індивід, наносять на бактеріологічну чашку. В кожну краплю сироватки скляною паличкою додають по маленькій краплі крові піддослідного, старанно перемішують і ставлять у водяну баню (температура 46°С) на 10 хв. Якщо в пробі відбудеться аглютинація еритроцитів, то піддослідний має резус-фактор, при відсутності аглютинації резусфактора немає. Контрольні запитання 1. Що таке резус-фактор і яке його значення для організму людини? 2. Як визначити резус-фактор в крові людини? 3. Чи обов’язково визначать резус-фактор при необхідності переливання крові? 4. Що являє собою резус-фактор, це білок чи іншого походження? 5. Як еритроцити плода з позитивним резус-фактором попадають в організм матері, адже їх кровоносна система розділена? 6. Чи можна у випадку несумісності резус-фактора, запобігти захворюванню плода?

99


ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ФІЗІОЛОГІЯ СЕРЦЯ Серце — основний орган кровоносної системи, який внаслідок своєї роботи створює різницю кров’яного тиску, і кров (як рідка тканина) за законами гідравліки тече з місця більшого тиску до місця меншого. Рухаючи кров, серце забезпечує клітини організму структурними та енергетичними речовинами, необхідними для нормального перебігу всіх фізіологічних процесів. Воно виконує ще таку важливу функцію, як видалення шкідливих продуктів обміну речовин в організмі через органи виділення. Серцевий м’яз за будовою є поперечно-смугастим і має такі ж властивості, як і скелетні м’язи, а саме: провідність, скоротливість, збудливість і, крім того, властивість автоматії. Однак властивості серцевого м’яза дещо відмінні від скелетних м’язів. Так, провідність збудження за м’язовими волокнами серця здійснюється за принципом структурного синцитія. Це означає, що збудження, що виникло в одному м’язовому волокні, швидко передається на всі інші м’язові волокна, бо останні не ізольовані одне від одного, як у скелетних м’язах. Виходить, що серцевий м’яз являє собою симпласт, єдине ціле. Такі властивості, як скоротливість, збудливість і автоматія розглядаються нижче й досліджуються експериментально.

100

Лабораторно-практичні роботи. Фізіологія серця

Робота 49. Графічна реєстрація серцевих скорочень (кардіографія) Властивість скорочення серцевого м’яза характеризується тим, що сила його скорочення немає прямої залежності від сили подразнення, як це спостерігається в скелетних м’язах. Така особливість названа законом «все або нічого», який тлумачиться так: якщо на серцевий м’яз подіяти подразником порогової сили, то він скорочується максимально, тобто віддає для скорочення все, а якщо подразник буде підпорогової сили, то м’яз на нього не реагує скороченням, тобто нічого не відбувається. Серце скорочується в дві фази. Першу фазу складає скорочення (систола) передсердь. В цей час шлуночки перебувають у розслабленому стані. За скороченням передсердь йде друга фаза — скорочення (систола) шлуночків, коли передсердя розслаблені. За другою фазою йде загальна пауза (діастола) передсердь і шлуночків. Все це складає один цикл роботи серця. Кількість циклів за хвилину в різних сільськогосподарських тварин неоднакова. У свиней, великої рогатої худоби, дрібних жуйних тварин вона становить 60–80, коней — 32–42, кролів —100–140, курей — 130–200. Дрібні тварини на одиницю живої маси віддають більше тепла в навколишнє середовище, ніж великі тварини, тому обмін речовин в них проходить більш інтенсивно, а це вимагає прискореної роботи серця. Мета досліду: записати на кімографі скорочення серця (механокардіограму) і проаналізувати їх. Для роботи необхідно: жаба, коркова пластинка, набір інструментів для препарування, кімограф, важілець-записувач. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють і звільняють серце від серцевої сорочки, перерізують вуздечку-зв’язку, яка з’єднує його з печінкою. За допомогою нитки з гачком верхівку серця з’єднують з важільцем-записувачем 1 (рис. 61) на штативі так, щоб записувач займав горизонтальне положення. До пера підводять барабан 2 кімографа, який повільно обертається. Серце, скорочуючись, свою роботу реєструє у вигляді механокардіограми. Замалюйте механокардіограму в зошит і зробіть її аналіз. Стрілками позначте низький та високий зубці й підпишіть, що перший відповідає скороченню передсердь (перша фаза), а другий — скороченню шлуночків (друга фаза). Спад кривої позначте як загальну паузу (діастолу) серця. 101


Рис. 61

Коли серцевий цикл проходить за 1 с, як це буває в свиней, то на скорочення передсердь витрачається 0,1 с, а на скорочення шлуночків — 0,3 с; загальна пауза становить 0,6 с. Ці дані свідчать, що передсерцевий м’яз працює лише 10% часу, а 90% часу відпочиває, шлуночковий м’яз — відповідно 30 і 70%. Стає зрозумілим, що серце має досить часу на відпочинок, хоч і виконує велику роботу. За добу воно перекачує близько 25 т крові в таких тварин, як коні, працює протягом всього життя організму і не стомлюється. Контрольні запитання 1. У чому особливість такої властивості серцевого м’яза, як скоротливість, і як розуміти закон «все або нічого»? 2. Чому серцевий м’яз не стомлюється, працюючи протягом всього життя організму? 3. Чому кількість серцевих циклів за одиницю часу в дрібних тварин (пташок до 1000 на 1 хв) більша, ніж у великих (у слона близько 25)?

102


Робота 50. Світлова реєстрація скорочень серця Про частоту серцевих скорочень та їх ритмічність можна робити висновки, користуючись приладом для світлової реєстрації роботи серця. Серце, з’єднане з цим приладом, працюючи, може вмикати одну електричну лампочку (червону) в момент систоли, потім вимикати її і вмикати іншу (синю) в момент діастоли. Якщо лампи спалахують через рівні проміжки часу, то роблять висновок, що серце працює ритмічно. Мета досліду: наочно впевнитись в ритмічній роботі серця жаби. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, прилад для світлової реєстрації роботи серця конструкції С. Ю. Ярослава (рис. 62, де а — вид спереду, на якому зверху видно патрони для ламп, а посередині пластинку, розміщену між двома контактами; б — вид ззаду, де праворуч знаходяться клеми для приєднання до джерела світла; в — електрична схема приладу). Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем дороги, оголюють і звільняють серце від серцевої сорочки, перерізують вуздечку, верхівку серця з’єднують з контактним важільцем приладу за допомогою серфінки або маленького гачка з ниткою. При скороченні серце тягне важілець донизу, що забезпечує контакт з червоною лампочкою, а під час діастоли важілець піднімається вгору, завдяки своїй пружності, й контактує з синьою лампочкою. Спалахи ламп свідчать про ритмічну чи, навпаки, неритмічну роботу серця. Користуючись секундоміром, підраховують кількість серцевих Рис. 62 103


циклів за хвилину. Дані записують в робочий зошит і порівнюють з кількістю циклів у сільськогосподарських тварин. Контрольне запитання Яка частота скорочень серця за хвилину в нормі в різних сільськогосподарських тварин?

Робота 51. Збудливість серцевого м’яза. Явище рефрактерності. Екстрасистола Збудливість м’язів змінюється під час їх діяльності. Так, збудливість серцевого м’яза знижується в міру наростання процесу його скорочення. В момент максимального скорочення серця збудливість знижується до нуля. Час, коли серцевий м’яз перебуває в такому стані, зветься періодом абсолютної рефрактерності. В цей час він не реагує на жодні подразнення, в тому числі й на природні імпульси. Наприкінці скорочення й на початку розслаблення серцевого м’яза збудливість починає відновлюватись. Цей час відповідає періоду відносної рефрактерності. Далі збудливість стає більшою за нормальну — це період екзальтації. До моменту наступного скорочення збудливість знову повертається до норми. У період відносної рефрактерності серцевий м’яз починає реагувати на сильні подразнення й може відповідати на них додатковим скороченням. Таке позачергове скорочення, коли м’яз повністю не встиг розслабитися й знову скоротився, зветься екстрасистолічним. За екстрасистолою завжди йде довга компенсаторна пауза. Вона виникає тому, що наступний природний імпульс надходить до серцевого м’яза в той час, коли він знаходиться в стані абсолютної рефрактерності екстрасистолічного скорочення. На цей імпульс м’яз не реагує, бо збудливість його знижена, тому черговий цикл роботи серця випадає і, як наслідок, виникає компенсаторна пауза. Мета досліду: вивчити в експерименті особливості збудливості серцевого м’яза та явище рефрактерності. Отримати та зареєструвати на кімографі екстрасистолу. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, важілець-записувач, кімограф, коркова пластинка, джерело індукцшного струму. 104


Хід роботи. Жабу, важілець-записувач, кімограф слід підготувати, як в роботі 49. Від індукційної котушки до серця підводять електроди у вигляді тоненьких провідників. Один фіксують в основі серця, інший прикручують до гачка, який ниткою з’єднує верхівку серця з важільцем-записувачем. Якщо схема готова і серце записує на барабані кімографа механокардіограму, слід ввімкнути індукційний струм в момент, коли серце скоротилось і починає розслаблятися, тобто за фази відносної рефрактерності. Внаслідок цього на кімографі з’являється додатковий зубець, який відображує екстрасистолічне скорочення. За ним йде компенсаторна пауза (рис. 63, де 1–3 — моменти нанесення подразнень; 4 — екстрасистола; 5 —компенсаторна пауза; 6 — цикл роботи серця, що випав). Якщо індукційний струм надійде до серця за фази абсолютної рефрактерності, то екстрасистола не з’явиться.

Рис. 63

Замалюйте в зошит механокардіограму з екстрасистолою і компенсаторною паузою. Абсолютна рефрактерність серцевого м’яза порівняно з такою в скелетних м’язів значно довша, що запобігає тривалим тетанічним скороченням серця, а це, в свою чергу, зумовлює його ритмічну роботу. Контрольні запитання 1. Чим характерна збудливість серцевого м’яза? 2. Як слід розуміти абсолютну та відносну рефрактерність серцевого м’яза? 3. Чому за екстрасистолічним скороченням серця завжди йде довга компенсаторна пауза?

105


Робота 52. Автоматія серцевого м’яза. Дослідження провідної системи серця за допомогою лігатур (перев’язок) Станніуса Автоматія серцевого м’яза — це здатність його скорочуватись завдяки збудженням (імпульсам), що зароджуються в самому серці. Дослідження довели, що в серці є утворення (вузли) м’язового походження, які за своєю будовою не подібні, власне, серцевому м’язу і здатні генерувати імпульси. Ці утворення названо провідною системою, бо вони не тільки генерують збудження, а й проводять його від передсердь до шлуночків. Серце позбавлене нервових зв’язків і навіть видалене з організму, продовжує працювати деякий час ізольовано. Серце жаби, занурене в поживний розчин Рінгера-Локка, може скорочуватися близько двох діб. Можна оживити серце теплокровної тварини після її смерті, нагнітаючи в нього теплий поживний розчин, збагачений киснем. Всі ці приклади свідчать про те, що серце працює за рахунок автоматизму провідної системи. Першим і головним вузлом в цій системі є синусний, або вузол Кейта-Флака, розміщений в правому передсерді, біля устя порожнистих вен. Саме йому притаманний автоматизм, бо в ньому зароджується збудження. Крім того, він забезпечує послідовну роботу серця і нормальний ритм скорочень серцевого м’яза. Тому він ще зветься вузлом-водієм ритму. Другим вузлом є атріовентрикулярний, або вузол Ашоффа-Тавара, який знаходиться на перетинці між передсердями та шлуночками. Він продовжується пучком Гіса, який ділиться на дві ніжки, що проходять між м’язовими волокнами лівого та правого шлуночків. Ніжки пучка Гіса закінчуються волокнами Пуркіньє, а останні контактують безпосередньо з м’язовими волокнами серця. Всім зазначеним елементам провідної системи властивий автоматизм. Найбільший він в синусному вузлі, менший в атріовентрикулярному і найменший у волокнах Пуркіньє. Мета досліду: вивчити значення вузлів провідної системи методом лігатур Станніуса. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, маленький пінцет, нитки, 0,6%-й розчин кухонної солі, гачок з ниткою.

106


Хід роботи. Жабу декапітують, знерухомлюють, руйнуючи спинний мозок, шпильками фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце, підрізають вуздечку, підраховують кількість скорочень серця за хвилину. Пінцетом проводять нитку (перша лігатура) під дуги аорти. Гачком з ниткою проколюють верхівку серця і перекидають його на «спинку». При цьому нитка-лігатура розміщується на межі між синусом, де знаходиться синусний вузол, і передсердями. Саме тут роблять перев’язку (рис. 64, де а — перша лігатура; б — перша й друга лігатури; в — перша, друга й третя лігатури; штриховкою позначено відділи серця, які скорочуються після накладання лігатур). Як наслідок, серце перестає працювати, а синус продовжує скорочуватися в нормальному ритмі. Це свідчить про те, що саме в синусному вузлі зароджуються імпульси.

Рис. 64

Далі ниткою з гачком серце утримують у вертикальному положенні й накладають другу лігатуру на межі між передсердями та шлуночком. Ця лігатура затягується поступово, з метою, щоб злегка притиснути атріовентрикулярний вузол і цим самим привести його до стану збудження. Внаслідок цього в ньому починають зароджуватися імпульси, і серце відновлює свою роботу, але працює в сповільненому ритмі. Підраховуючи кількість скорочень серця і синуса, водночас можна впевнитись, що серце, скорочуючись за рахунок атріовентрикулярного вузла, працює значно повільніше. Це дозволяє зробити висновок, що нормальний ритм роботи серця забезпечується синусним вузлом. Необхідно звернути увагу на те, що передсердя та шлуночки, працюючи за рахунок атріовентрикулярного вузла, скорочуються не по107


слідовно, а одночасно. Виходить, що послідовна робота серця також забезпечується синусним вузлом. Третя лігатура накладається на верхівку серця, що зумовлює скорочення однієї верхівки, а це свідчить, що й волокнам Пуркіньє властивий автоматизм. Контрольні запитання 1. Чим забезпечується автоматична робота серця? 2. Що являє собою провідна система серця та яке її значення? 3. За якими трьома ознаками синусний вузол вважається головним? 4. Де накладаються перша, друга і третя лігатури Станніуса та з якою метою?

Робота 53. Спостереження за скороченням шматочка серця жаби з синусним вузлом У серці жаби біля правого передсердя добре розвинений венозний синус. Саме тут розміщений головний вузол провідної системи серця — синусний. В ньому автоматично зароджується імпульс, що зумовлює роботу серця. Мета досліду: довести, що саме в синусі серця знаходиться головний вузол провідної системи, який забезпечує скорочення міокарда. Для роботи необхідно: жаба, коркова пластинка з віконцем, набір хірургічних інструментів, шпильки, вата, фізіологічний розчин. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, розрізають черевну стінку, звільняють серце від серцевої сорочки. До верхівки фіксують гачок з ниткою, користуючись якою, перекидають серце на «спинку». Тепер добре видно синус темного кольору, який є продовженням передсердя. Якщо злегка натягнути серце, користуючись ниткою з гачком, то в середині синуса можна помітити білу смужку, що розміщена в поперечному напрямку. То і є венозний вузол. Далі обережно вирізають смужку серця, де мають бути частинки синуса, передсердя та шлуночка. Вирізану смужку серця зволожують фізіологічним розчином і, користуючись шпильками, не натягуючи, фіксують її над .віконцем коркової пластинки, яку кладуть на предметний столик мікроскопа. Наводять освітлен108


ня і спостерігають при невеликому збільшенні ритмічні скорочення шматочка серця жаби. Контрольні запитання 1. Де знаходиться синусний вузол провідної системи? 2. Чим зумовлене скорочення міокарда?

Робота 54. Робота серця поза межами організму (ізольоване серце жаби) Відомо, що вирізане з організму серце деякий час продовжує працювати, а якщо для нього створити оптимальні умови, то воно працює тривалий час. Так, ізольоване серце жаби в холодильній камері при температурі +4°С і в живильному розчині Рінгера–Локка може скорочуватись 1–2 доби. Це свідчить про те, що міокард серця має властивість автоматизму, тобто здатність скорочуватися за рахунок імпульсів, що зароджуються в самому серці, а саме у активній м’язовій тканині — вузлах провідної системи. Мета досліду: впевнитись в автоматичній роботі ізольованого серця жаби. Для роботи необхідно: велика жаба, набір хірургічних інструментів, дві тонкі скляні канюлі, лігатури, розчин Рінгера–Локка, гумові трубочки, невелика скляна лійка. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, розрізають грудину, оголюють серце, звільнивши його від серцевої сорочки. Далі перев’язують ниткою праву гілку аорти, а в ліву гілку вводять канюлю з гумовою трубочкою. Канюлю в аорті фіксують лігатурою. Подібним чином вводять другу канюлю у венозний сиРис. 65 109


нус. Стінку синуса треба надрізати якомога далі від передсердя, щоб не пошкодити синусний вузол провідної системи серця. Канюлю, яка встановлена в венозний синус 1, сполучають гумовою трубочкою з лійкою 2 і всю систему заповнюють теплим розчином Рінгера–Локка (рис. 65). Виріжте серце з організму жаби і спостерігайте, як воно працює, перекачуючи розчин Рінгера–Локка з лійки в аортальну канюлю і далі по гумовій трубочці в лійку. Стимулювати роботу такого серця можна, додавши до розчину краплю адреналіну (1:1000). Контрольні запитання 1. Про що свідчить робота ізольованого серця жаби? 2. В чому полягає властивість автоматизму?

Робота 55. Вплив подразнення вагосимпатичного нервового сплетення на роботу серця Центральна нервова система дуже чітко регулює роботу серця, пристосовуючи її до зміни умов навколишнього середовища. Вона надсилає до серця гальмівні імпульси по блукаючих нервах (при відпочинку), а через симпатичні нерви — стимулювальні імпульси (при навантаженні). Ці нерви діють на серце постійно. Якщо тонус одних знижується, то тонус інших відповідно підвищується, і навпаки. Тонус блукаючих нервів все ж перевищує тонус симпатичних. І. П. Павлов встановив, що в блукаючих нервах є такі волокна, подразнення яких послаблює силу серцевих скорочень, не змінюючи частоти. В симпатичних нервах є волокна, подразнення яких збільшує силу скорочень серця. Такі нервові волокна звуться трофічними, бо вони регулюють трофіку (живлення) серцевого м’яза. Існуючі відомості щодо значення зазначених нервів свідчать, що вони регулюють чотири фактори серцевої діяльності, а саме: частоту та силу серцевих скорочень, збудливість та провідність серцевого м’яза. Блукаючі нерви гальмують всі ці фактори серцевої діяльності, а симпатичні, навпаки, стимулюють.

110


Мета досліду: впевнитись в гальмівній дії блукаючого нерва на роботу серця шляхом подразнення вагосимпатичного сплетення індукційним струмом. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, джерело індукційного струму. Таблиця 9 Наслідки подразнення блукаючого нерва Номер експерименту

Кількість скорочень серця за хвилину до подразнення

після подразнення

Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце. Справа та зліва від нього знаходять сплетення блукаючого та симпатичного нервів (рис. 66, де 1, 2 — блукаючі нерви; 3 — електроди, підведені під нерв). Сплетення легко знайти, коли передні кінцівки жаби розтягнути й зафіксувати шпильками до коркової пластинки. Це сплетення дещо товще, ніж розміщені поряд нервові гілочки, і направлене в бік та вгору від повздовжньої осі серця. Сплетення обережно звільняють від навколишніх тканин, підводять під нього скляну паличку, а потім нитку. Підраховують кількість скорочень серця за хвилину, підводять електроди під нервове сплетення і 2–3 рази короткочасно (1–2 с) подразнюють індукційним струмом, кожного разу збільшуючи його силу. Знову підраховують кількість серцевих циклів: їх буде менше, ніж в нормі, а при сильних подразненнях серце зупиняється. Дані експерименту записують в зошит за формою, наведеною в табл. 9. Інколи внаслідок подразнення Рис. 66 нервового сплетення, серце прис111


корює свою роботу. Це свідчить про підвищену збудливість симпатичних нервових волокон, які стимулюють роботу серця. У разі тривалого подразнення нервового сплетення серце перестає реагувати на індукційний струм. Це явище називається ухиленням серця від впливу блукаючого нерва. Контрольні запитання 1. Як діють симпатичні та парасимпатичні (блукаючі) нерви на частоту та силу серцевих скорочень, а також на збудливість та провідність збудження серцевого м’яза? 2. Чому при подразненні вагосимпатичного сплетення серце сповільнює свою роботу, а не прискорює? 3. Як слід розуміти трофічні нерви серця?

Робота 56. Рефлекторна зупинка серця жаби (дослід Гольца) Робота серця може змінитися під впливом збуджень, що надходять до нього з інших органів. Так, під час доїння корови подразнюються рецептори шкіри молочної залози, що прискорює роботу серця. При натисканні на очні яблука також змінюється частота серцевих скорочень. Сильні механічні подразнення очеревини, кишечника, удар в черево можуть спричинити зупинку серця. Всі ці приклади свідчать про те, що робота серця залежить від стану та зміни діяльності різних частин організму. Вплив органів на серце здійснюється рефлекторно, а саме по специфічних рефлекторних дугах. Мета досліду: впевнитись експериментально в зміні роботи серця жаби при механічному подразненні кишечника. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка. Хід роботи. Жабу декапітують і, не руйнуючи спинного мозку, фіксують на корковій пластинці черевцем догори. Розрізають черевну та грудну порожнини, оголюють кишечник і серце. Щоб пройшли шокові явища після такої операції, жабу залишають в спокої на 3–4 хв. Далі звертають увагу на ритм серця, підраховують кількість серцевих скорочень за хвилину і подразнюють петлю кишечника, злегка 112


стискаючи її пінцетом. При цьому спостерігають короткочасну зупинку серця. Якщо в разі слабких подразнень кишечника зупинки серця не настало, то стискають пінцетом кілька петель кишечника значно сильніше, чим досягають мети. Цей дослід вперше зробив Гольц. Зупинку серця під час подразнення можна зареєструвати на барабані кімографа за допомогою важільця-записувача, з’єднаного ниткою з верхівкою серця. Встановлено, що рефлекторна дуга цього рефлексу містить рецептори кишечника, черевні нерви, спинний і довгастий мозок. В останньому знаходяться ядра Рис. 67 блукаючих нервів, які, діставши збудження від кишечника, передають його по відцентрових нервових волокнах до серця. В результаті серце зупиняється. Перший елемент цієї рефлекторної дуги — рецептори — можна усунути, зросивши кишечник розчином новокаїну. Після такої анестезії подразнення кишечника не викликає зупинки серця. Такі ж дані отримують після руйнування спинного мозку. Виконайте ці вправи експериментально. Замалюйте в зошит схему рефлекторної дуги, як наведено на рис. 67, де 1 — рецептори кишечника; 2 — доцентровий шлях; 3 — спинний мозок; 4 —довгастий мозок; 5 — блукаючий нерв; 6 — серце (робочий орган). Контрольні запитання 1. Про що свідчить дослід Гольца? 2. З яких елементів складається рефлекторна дуга вісцеро-вісцерального рефлексу кишечник — серце? 3. Чи можна робити черевні операції без знеболювання? 4. Чому в спортивних змаганнях з боксу забороняється наносити удари нижче пояса? 5. Відомо, що при виникненні емоцій (страх, радість) серце змінює свою роботу. Який рефлекторний шлях такого впливу на серце?

113


Робота 57. Окосерцевий (тригеміновагальний) рефлекс Цей рефлекс є ще одним прикладом взаємозв’язку роботи серця з іншими частинами організму, а саме рецепторним апаратом зорового аналізатора — очними яблуками. Рефлекторна дута цього рефлексу містить трійчастий (trigeminus) і блукаючий (vagus) нерви, тому цей рефлекс ще називають тригеміно-вагальним. Мета досліду: довести експериментально, що діючи на очні яблука, можна змінити роботу серця. Для роботи необхідно: тварина (кінь), секундомір. Хід роботи. За пульсом тварини підраховують кількість скорочень серця за хвилину. Далі великими пальцями рук несильно натискають на очні яблука протягом 5–8 с і підраховують пульс. При цьому робота серця змінюється. Цей рефлекс використовують для визначення ступеня збудливості (тонусу) симпатичної та парасимпатичної нервових систем в коней. Якщо серце прискорило свою роботу більш ніж на чотири цикли за хвилину, то це свідчить про підвищений тонус симпатичних нервів. Така тварина належить до симпатикотоніків. Навпаки, коли пульс зменшився більше ніж на чотири удари, така тварина вважається ваготоніком. В неї підвищений тонус парасимпатичних нервів, представником яких є блукаючий нерв. Якщо діяльність серця не змінилась або змінилась незначно (±4 цикли), така тварина є нормотоніком, тобто тонус згаданих вище нервових систем майже однаковий. Ступінь збудливості вегетативної нервової системи враховують при визначенні дози лікарських препаратів, особливо сильнодіючих нейротропних. Якщо збудливість підвищена, то дозу цих препаратів зменшують, і навпаки. Контрольні запитання 1. Про що свідчить окосерцевий рефлекс? 2. З якою метою використовують окосерцевий рефлекс? 3. Які тварини відносяться до ваготоніків, симпатикотоніків та нормотоніків? 4. Чи змінюється тонус симпатичних і парасимпатичних нервів в залежності від фізіологічного стану тварини (навантаження, спокій)?

114


Робота 58. Вплив тепла і холоду на роботу серця Зміна температури навколишнього середовища веде до зміни роботи серця. В холоднокровних тварин тепло чи холод діють на серце безпосередньо, тому зниження температури навколишнього середовища сповільнює роботу серця, а підвищення, навпаки, прискорює серцевий ритм. У теплокровних тварин, завдяки наявності в них добре розвинених терморегуляторних механізмів, навколишнє тепло гальмує обмінні процеси, а це обумовлює сповільнення роботи серця. У холодну пору року обмінні процеси прискорюються і серце вимушене працювати швидше. Коли ж відбувається значне підвищення чи зниження температури навколишнього середовища, то регуляторні механізми цих тварин не здатні запобігати дії тепла чи холоду, тому останні діють на серце, подібно як і у холоднокровних тварин безпосередньо. Мета досліду: впевнитися в зміні роботи серця при безпосередній дії на нього тепла і холоду. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин кухонної солі, набір інструментів для препарування, секундомір, коркова пластинка, спиртівка, пробірка, стакан з холодною водою, піпетка. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце. Через 5 хв після операції підраховують кількість серцевих скорочень за хвилину. У пробірку наливають 2–3 мл розчину кухонної солі, підігрівають його над полум’ям спиртівки, набирають у піпетку і зрошують серце. Спостерігають, як серце прискорює свою роботу. Підраховують кількість скорочень за хвилину і порівнюють дані з нормою. Таблиця 10. Наслідки дії теплого та холодного фізіологічного розчину на роботу серця Кількість скорочень серця за хвилину Номер жаби

у нормі

після зрошення фізіологічним розчином теплим

холодним

115


Далі пробірку з сольовим розчином тримають 2–3 хв у стакані з холодною водою. За цей час серцевий ритм стає нормальним і тепер серце зрошують холодним розчином, що одразу ж викликає сповільнення серцевого ритму. Знову підраховують кількість серцевих циклів за хвилину. Дані записують в зошит (табл. 10). Контрольні запитання 1. У чому різниця дії тепла та холоду на серце холодно- і теплокровних тварин? 2. Як впливають на роботу теплокровних тварин помірні та сильні зміни температури навколишнього середовища?

Робота 59. Вплив гормонів (адреналіну) і електролітів (іонів кальцію та калію) на роботу серця Центральна нервова система регулює роботу серця не тільки через нервові провідники, а й гуморально, тобто через рідкі середовища організму (кров, лімфу, міжклітинну рідину). Цими шляхами до серця надходять різні речовини, зокрема гормони та електроліти. Одним з сильнодіючих на серце гормонів є адреналін, який синтезується в мозковій частині надниркових залоз. Цей гормон звужує просвіт багатьох кровоносних судин організму, а судини серця, навпаки, розширює, що покращує живлення серцевого м’яза і стимулює його роботу. Адреналін використовують у випадках зупинки серця. Введення його безпосередньо в серцевий м’яз відновлює роботу серця. Адреналін за своєю хімічною будовою подібний гормональній речовині — симпатину, який синтезується на закінченнях симпатичних нервів, саме тому дія адреналіну на серце подібна дії симпатичної нервової системи. У гуморальній регуляції серцевої діяльності важливу роль відіграють такі електроліти, як іони кальцію та калію. Збільшення чи зменшення їх вмісту в крові змінює роботу серця. Іони кальцію діють на серце подібно симпатичним нервам, тобто ритм прискорюється, збільшується сила скорочень, підвищується збудливість серцевого м’яза та покращується його провідність. Іони калію діють подібно парасимпатичним нервам (блукаючим), які створюють зворотний ефект. Мета досліду: довести експериментально, що адреналін, іони кальцію та калію беруть участь в регуляції роботи серця. 116


Для роботи необхідно: жаба, коркова пластинка, набір інструментів для препарування, розчин адреналіну (1:1000), 1%-і розчини хлориду кальцію і калію, розчин Рінгера, маленький пінцет, нитки, піпетка та скляна канюля для венозного синуса. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце, підрізають вуздечку, під гілки аорти проводять нитку маленьким пінцетом, серце перекидають на спинку, роблять надріз внизу венозного синуса, вводять в нього скляну канюлю, заповнену розчином Рінгера, й фіксують її ниткою. Тепер розчин з канюлі надходить у венозний синус і далі в серце. Через 3–4 хв підраховують кількість скорочень серця за хвилину. Далі в канюлю до розчину Рінгера додають піпеткою 2–3 краплі розчину кальцію хлориду. Спостерігають збільшення частоти та сили серцевих скорочень, ведуть їх підрахунок. Після дії іонів кальцію протягом 5 хв в канюлю наливають розчин Рінгера промивають порожнини серця, а потім додають 2–3 краплі розчину калію хлориду. Підраховують кількість серцевих циклів за хвилину, порівнюють їх з нормою і впевнюються, що серце послабило свою роботу. Слід пам’ятати, що надмірна кількість іонів калію, як і кальцію, може призвести до зупинки серця. Знову промивають серце розчином Рінгера і через 5 хв додають до нього 1–2 краплі розчину адреналіну. Спостерігають значне прискорення роботи серця. Наслідки дослідів записують в зошит (табл. 11). Таблиця 11 Наслідки дії електролітів та адреналіну на роботу серця Номер жаби

Кількість скорочень серця на хвилину під дією у нормі кальцію калію адреналіну хлориду хлориду

Контрольні запитання 1. Як змінюється діяльність серця при збільшенні концентрації іонів кальцію та калію в крові? 2. Що спричиняє надмірна концентрація іонів кальцію та калію в крові? 3. Чому адреналін діє на серце подібно до симпатичних нервів?

117


Робота 60. Дослідження тонів серця (аускультація серця) Під час роботи серце створює звуки, які називають тонами. Розрізняють систолічний та діастолічний тони. Перший виникає в момент систоли шлуночків за рахунок закриття стулкових (атріовентрикулярних) клапанів і вібрації шлуночкового м’яза під час фази напруження й вигнання крові в аорту. Цей тон довгий, низький, глухий. Він імітується як звук «бу-у-у». Другий тон виникає під час діастоли. Він, навпаки, короткий, високий, дзвінкий і утворюється за рахунок закриття півмісяцевих клапанів аорти і легеневої артерії й імітується як звук «тук». Аускультацію проводять, користуючись інструментами стетоскопом або фонендоскопом, а можна безпосередньо вухом, заздалегідь накривши грудну клітку тварини рушником. Прослуховування тонів серця має діагностичне значення. В разі патологічних змін в серці, особливо розладів у роботі клапанів, виникають додаткові шуми, подовження чи подвоєння тонів. Мета досліду: ознайомитись з тонами серця У різних сільськогосподарських тварин методом аускультації. Віддиференціювати систолічний тон від діастолічного. Для роботи необхідно: тварина, фонендоскоп. Хід роботи. Тварину тримають у стоячому положенні. Ліву передню кінцівку відводять максимально вперед. До ділянки грудної клітки, де знаходиться серце (4–5-те міжребер’я), прикладають фонендоскоп (вухо, стетоскоп), прислуховуючись, перемішують його і знаходять місце (пунктум оптимум), де тони прослуховуються найкраще. Орієнтуючись на коротку паузу між тонами та їх характеристику, відрізняють перший тон від другого. Звертають увагу на чистоту тонів чи не доповнюються вони іншими шумами. Закінчивши дослідження в спокійному стані, тварину примушують пробігти й знову прослуховують тони. Після фізичних навантажень додаткові патологічні шуми прослуховуються більш чітко. Контрольні запитання 1. З якою метою проводять аускультацію серця? 2. Чим характерні систолічний та діастолічний тони серця? 3. Яке походження тонів серця?

118


Робота 61. Дослідження серцевого поштовху Серцевим поштовхом називають коливання (вип’ячування) грудної стінки внаслідок поштовху її серцем в момент систоли. В більшості тварин, зокрема в коней, серце штовхає грудну стінку бічною поверхнею — «бічний поштовх», а в людини та собаки верхівкою — «верхівковий поштовх». Серцевий поштовх досліджують методом пальпації. За силою розрізняють слабкий серцевий поштовх, середньої сили, підсилений та стукаючий. Мета досліду: дослідити серцевий поштовх, визначити його силу, зробити висновок про роботу серця. Для роботи необхідно: тварина (кінь, корова). Хід роботи. Тварину тримають у стоячому положенні. Ліву передню кінцівку відводять вперед. Кисть руки просовують між кінцівкою та грудною стінкою, знаходять місце, де поштовх відчувається долонею найкраще. Звертають увагу на силу серцевого поштовху. При недостатній роботі серця поштовх відчувається слабо або зовсім не відчувається. При цьому треба враховувати вгодованість тварини. При вище середньої вгодованості грудна стінка товста і поштовх відчувається слабо, хоч серце працює нормально. При гіпертрофії серцевого м’яза поштовх відчувається як дуже сильний або стукаючий, особливо після виконання твариною фізичних навантажень. Такий серцевий поштовх можна спостерігати візуально — збоку тварини грудна стінка здригається. Серцевий поштовх можна зареєструвати на кімографі за допомогою капсули Марея, з’єднаної гумовою трубкою з кардіографом. Останній можна замінити лійкою, широка частина якої затягнута гумовою плівкою. її фіксують в ділянці грудної стінки тварини, де знаходиться серце. Коливання стінки шляхом повітряної передачі змінює положення записувача, і на кімографі реєструються зубці, що характеризують серцеві поштовхи. Контрольні запитання 1. Що зветься серцевим поштовхом? 2. З якою метою досліджують серцевий поштовх? 3. Як діляться серцеві поштовхи за силою?

119


Робота 62. Перкусія (вистукування) серця Перкусія серця — один з методів дослідження серцевої діяльності, допоміжний до методу аускультації. Розрізняють дигітальну перкусію (вистукування пальцями) та інструментальну — за допомогою металевої пластинки — плесиметра та перкусійного молоточка. Для перкусії в сільськогосподарських тварин застосовують інструментальний метод. Мета досліду: оволодіти методом перкусії. Встановити межі серця, визначити ділянки абсолютної та відносної тупості серця. Для роботи необхідно: сільськогосподарські тварини, плесиметр, перкусійний молоточок. Хід роботи. Тварину тримають у стоячому положенні. Ліву передню кінцівку відводять вперед. Перкусію роблять в ділянці грудної стінки, де розмішується серце. При цьому плесиметр почергово розміщують між ребрами, щільно притискаючи до грудної стінки. По плесиметру наносять попарні удари однакової сили, прислуховуючись до звуків, що виникають. В ділянці, де серце прилягає до грудної стінки, виникають тупі звуки, а там, де серце прикрите долями легень, звуки будуть притуплені. Це й є зони абсолютної та відносної тупості. Поза межами серця перкусія дає більш дзвінкі звуки. Орієнтуючись на ці звуки, можна встановити межі серця. При гіпертрофії серцевого м’яза межі значно розширюються. Контрольні запитання 1. З якою метою проводиться перкусія серця? 2. Які види перкусії існують? 3. Як розуміти абсолютну та відносну тупість серця і як їх встановлюють? 4. Чому метод перкусії вважають допоміжним до методу аускультації? 5. Назвіть всі методи, які використовують в клініках для дослідження серцево-судинної системи.

120


Робота 63. Біоструми серця. Електрокардіографія Під час скорочень в серцевому м’язі, як і в інших збуджених тканинах, виникає біострум, а саме струм дії. Збуджена ділянка м’яза стає електронегативною, а незбуджена — електропозитивною, що створює різницю потенціалів у 90–110 мВ, тоді як струм спокою має напругу 50–60 мВ. Струм дії у вигляді силових ліній від серця поширюється по всьому тілу і може бути знятий з певних ділянок організму й зареєстрований за допомогою приладу електрокардіографа. Метод реєстрації біострумів серця називають електрокардіографією, а графічний запис струмів дії серця електрокардіограмою. Електрокардіографія має велике практичне діагностичне значення. Аналіз кардіограми дає можливість встановити патологічні зміни в самому міокарді, в клапанному апараті, в дузі аорти тощо. Мета досліду: впевнитись у виникненні струмів дії в серці жаби під час його скорочення. Ознайомитися з електрокардіографом і аналізом електрокардіограм. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, 0,6%-й розчин кухонної солі, електрокардіограф (рис. 68, де 1 — ручка перемикання стрічкопротяжного механізму; 2 — діаграмний папір; 3 — перо; 4 — ручка регулювання; 5 — гальванометр, що записує чорнилом; 6 — кнопка калібратора амплітуди; 7 — комутатор електродів).

Рис. 68

121


Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце. Одночасно виготовляють нервово-м’язовий препарат з невеликої, але жвавої жаби (з підвищеною збудливістю). Серце та препарат зрошують фізіологічним розчином. Далі тримають нервово-м’язовий препарат за стегнову кісточку, накладають нерв на серце паралельно поздовжній осі. Спостерігають, як при кожному скороченні серця, м’яз нервово-м’язового препарату також скорочується, що є наслідком появи струмів дії, які від серця по нерву передаються до м’яза. Зверніть увагу, що скорочення м’яза трохи випереджає скорочення серця, бо біострум є пусковим механізмом і передує скороченню серцевого м’яза. Електрокардіограму в сільськогосподарських тварин записують методом трьох відведень. Для цього електроди від електрокардіографа фіксують на п’ястках грудних кінцівок і на плесна лівої тазової кінцівки. Коли електрокардіограф вмикають на перше відведення, то біострум надходить до приладу з передніх кінцівок. При другому відведенні — з передньої правої та лівої задньої, при третьому — з обох лівих кінцівок. Цей метод дозволяє отримати оптимальний варіант електрокардіограми незважаючи на те, що силові лінії біоструму поширюються по тілу неоднаково через індивідуальність розміщення серця в різних тварин. Електрокардіограма складається із зубців і пауз (рис. 69). Кожному серцевому циклу відповідають три зубці і три паузи. Для того, щоб зробити аналіз кардіограми, треба знати значення цих зубців і пауз. Перший зубець Р відповідає скороченню передсердь, а пауза  , що йде за ним, — це час проходження збудження по атріовентрикулярному вузлу, коли біострум відсутній. Зубець QRS відповідає початку скорочення шлуночкового м’яза, коли збуджена його частина несе негативні заряди, а незбуджена — позитивні. Ця різниця потенціалів зникає, коли шлуночковий м’яз повністю збуджується (пік скорочення), тому за цим зубцем йде друга пауза  . Зубець Т виникає, коли шлуночковий м’яз починає розслаблюватися і знову з’являється різниця потенціалів. За цим зубцем йде інтервал TP, який відповідає загальній діастолі серця  . Період Т–Р — діастолічний. Аналізуючи електрокардіограму, вимірюють параметри зубців і пауз в одному циклі й порівнюють їх з такими ж в інших циклах. 122


Якщо ширина та висота їх збігаються, то роблять висновок, що серце працює добре. А якщо, наприклад, довжина пауз між зубцями Р і QRS неоднакова, то це свідчить про затримку проведення збудження через атріовентрикулярний вузол (часткова блокада серця).

Рис. 69

Контрольні запитання 1. Що таке електрокардіографія і електрокардіограма? 2. Чому відповідає кожний зубець і кожна пауза? 3. Як здійснюють аналіз кардіограми? 4. Чому зубець QRS в електрокардіограмі більший за розміром ніж зубець P? 5. Чому електрокардіограму записують методом трьох відведень?

123


ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. КРОВООБІГ У ссавців і птахів завдяки наявності перегородки між правим і лівим шлуночками серця кров рухається по двох колах кровообігу малому і великому (рис. 70, де 1, 2 — сітка капілярів малого кола кровообігу; 3 — одна з чотирьох легеневих вен; 4 — аорта; 5 — ліве передсердя; 6 — лівий шлуночок; 7 — печінкова артерія; 8 — сітка капілярів кишок та великого кола; 9 — одна з артерій кишечника; 10 — ворітна вена печінки; 11 — печінкова вена; 12 — правий шлуночок; 13, 15 — нижня й верхня порожнисті вени; 14 — праве передсердя; 16 — легенева артерія; 17 — лімфатичні судини). По малому колу кров рухається з правого шлуночка легеневою артерією до капілярної сітки легень, де вона збагачується на кисень, віддає вуглекислий газ і по легеневих венах надходить в ліве передсердя. З великого кола кровообігу кров надходить до всіх органів і тканин організму в різних кількостях залежно від інтенсивності їх діяльності. З лівого шлуночка кров тече в аорту, далі в артерії, артеріоли, в артеріальну та венозну капілярну сітку, з них у венули, вени середнього діаметра й по двох (передній та задній) порожнистих венах повертається до правого передсердя. Під час систоли з правого та лівого шлуночків серця викидається однакова кількість крові: це так званий Рис. 70 124

Лабораторно-практичні роботи. Кровообіг

систолічний об’єм крові. Об’ємна швидкість руху крові однакова на всіх ділянках тому, що кровоносна система замкнена. Ця швидкість визначається кількістю крові, яка проходить через загальний поперечний переріз судин за одиницю часу. Це означає, що за 1 с через аорту пройде така ж кількість крові, як і через загальний поперечний діаметр капілярів. Лінійна швидкість руху крові обернено пропорційна діаметру судин. Вона характеризується відстанню, яку проходить частина крові за одиницю часу. В аорті лінійна швидкість становить 0,5 м/с, а в капілярах 0,5 мм/с, бо загальний просвіт капілярів у сотні раз більший за діаметр аорти.

Робота 64. Спостереження за рухом крові в кровоносних судинах язика, легень, брижейки і плавальній перетинці жаби Неперервність руху крові в артеріальних судинах забезпечується за рахунок різниці тиску крові біля серця й на рівні капілярів. Ця різниця тиску крові створюється скороченням серця (під час систоли) та еластичністю судин (під час діастоли). Рух крові по венах забезпечується не тільки різницею тиску крові, а й ще двома факторами: негативним тиском в грудній порожнині, що сприяє присмоктуванню крові до серця, і скороченням скелетних м’язів, які, натискаючи на вени, витискують з них кров. Напрямок руху крові до серця забезпечується клапанами вен. Мета досліду: ознайомитись з рухом крові в дрібних артеріях, венах, капілярах. Для роботи необхідно: жаби, коркові пластинки з круглими отворами (віконцями), набір інструментів для препарування, мікроскопи, ефір, 0,6 %-й розчин кухонної солі, піпетки, скляні ковпаки, вата. Хід роботи. Ватний тампон змочують ефіром і кладуть під скляний ковпак. Туди ж впускають чотирьох жаб. Коли у тварин зникне рухова реакція, їх фіксують шпильками на коркових пластинках так, щоб біля віконця знаходився передній край щелеп у одної, плавальна перетинка у другої й бік черева в двох інших (рис. 71, це 1 — брижейка; 2 — язик; 3 — легені; 4 — плавальна перетинка). В першої жаби обережно пінцетом витягують язик і фіксують його над віконцем 125


Рис. 71

шпильками, у другої подібним чином фіксують плавальну перетинку, а у двох інших жаб розрізають збоку черевну стінку і витягують петлю кишечника в однієї та легеневу альвеолу в другої. Петлю кишечника фіксують шпильками так, щоб її брижейка знаходилась над віконцем. Для зручності виведення легеневої альвеоли назовні в голосову щілину жаби вставляють скляну канюлю з гумовою трубочкою, через яку піддувають легені. При цьому одна з альвеол виходить назовні, що дає можливість розмістити її над віконцем коркової пластинки і накрити покривним скельцем. Слід зауважити, що під час фіксації згаданих органів та частин тіла не слід їх сильно розтягувати, бо при цьому кровоносні судини звужуються і рух крові в них припиняється. Після такої підготовчої роботи коркові пластинки ставлять на предметні столики мікроскопів і під малим збільшенням знаходять ділянки, де в полі зору добре видно рух крові (еритроцитів) по кровоносних судинах. Звертають увагу на те, що кров рухається в середині судини швидше, ніж біля її стінок, що зумовлено тертям крові об судину. Можна бачити капіляри, що заповнені кров’ю, яка не рухається. Це свідчить про те, що в органах, які не працюють, значна частина капілярів не функціонує. Еритроцити завдяки своїй еластичності проходять по капілярах, діаметр яких вужчий за діаметр еритроцита. Слідкуючи за напрямком руху крові в судинах, можна відрізнити артерії від вен. В останніх кров рухається з кількох гілок в одну, а в 126


артеріях — навпаки. На рис. 72 зображено судини плавальної перетинки жаби (під мікроскопом), де 1 — артерія; 2, 3 — артеріоли при великому й малому збільшенні; 4, 7 — капілярна сітка при великому й малому збільшенні; 5 — венули; 6 — хроматофори; 8 — вена. В деяких артеріальних судинах кров руРис. 72 хається поштовхами (пульсуючи) відповідно до систоли та діастоли серця. Такий пульсуючий рух крові зникає на рівні капілярів. Контрольні запитання 1. Які фактори зумовлюють рух крові по артеріальних та венозних судинах? 2. Як слід розуміти об’ємну та лінійну швидкість руху крові? 3. Як розпізнати артерії та вени, розглядаючи їх під мікроскопом?

Робота 65. Дослід Бернара на судинах вуха кроля Регуляція просвіту кровоносних судин здійснюється рефлекторно та гуморально. Встановлено, що парасимпатичні нерви здебільшого є вазодилятаторами, тобто розширювачами просвіту судин, а симпатичні — вазоконстрикторами, які звужують судини. Існують і змішані нерви, наприклад, симпатичні, в яких є гілочки, що розширюють просвіт судин. Симпатичні нерви на відміну від парасимпатичних постійно діють на гладенькі м’язи кровоносних судин, забезпечуючи їх тонус, що створює постійний судинно-звужувальний ефект. Вазодилятатори розширюють судини тільки в періоди, коли органи та тканини інтенсивно працюють і потребують багато крові судинно-звужувальну дію симпатичних нервів дослідив Клод Бернар (1851). Мета досліду: відтворити дослід Бернара і впевнитись у постійній судинно-звужувальній дії симпатичних нервів. 127


Для роботи необхідно: кролик, станок для фіксації, набір інструментів для препарування, ефірно-хлороформна суміш (2:1), ватний тампон, джерело індукційного струму, настільна лампа, штатив. Хід роботи. Кролика фіксують в станку і наркотизують, тримаючи біля ніздрів тампон, змочений ефірно-хлороформною сумішшю. На шиї роблять розріз шкіри за сагітальною лінією. Далі препарувальною голкою відсепаровують тканини збоку трахеї і знаходять симпатичний нерв, який розміщується поруч з блукаючим нервом та сонною артерією. Під нього підводять нитку, кінці якої зв’язують. Тепер кролика фіксують в сидячому положенні, а вуха його, з’єднавши слабеньким затискачем, розміщують вертикально і в такому положенні ниткою прикріплюють до штатива. Спереду ставлять настільну лампу так, щоб світло її було спрямоване на вуха кроля. Звертають увагу на однаковий діаметр кровоносних судин обох вух. Далі симпатичний нерв перев’язують ниткою і перерізають так, щоб головний кінець його лишився з ниткою. Переконуються, що судини вух на боці, де перерізаний нерв, значно розширюються (рис. 73). Вухо стає червоним порівняно з іншим, бо перерізання нерва усуває постійну судинно-звужувальну дію його на судини. Далі, злегка витягнувши нерв за нитку, накладають на нього електроди від індукційної котушки. Підбирають слабку силу струму і подразнюють нерв протягом 3–4 с, спостерігаючи швидке звуження судин. Тепер вони мають такий же вигляд, як і в контрольному вусі, Рис. 73 або ще вужчі. Вухо стає блідим. Контрольні запитання 1. Які нерви є вазодилятаторами і вазоконстрикторами? 2. Яка різниця в дії симпатичних і парасимпатичних нервів на просвіт кровоносних судин? 3. Про що свідчить дослід Бернара?

128


Робота 66. Рефлекторні зміни просвіту кровоносних судин (спряжені судинні рефлекси) Розширення просвіту судин відбувається завдяки дії парасимпатичних нервів або симпатичних вазодилятаторів. За участю цих нервів відтворюються судинно-розширювальні спряжені рефлекси, тобто розширення судин однієї ділянки тіла разом з розширенням судин іншої ділянки. Цей вплив здійснюється рефлекторно за участю центральної нервової системи або за рахунок так званих місцевих рефлексів. Мета досліду: експериментально впевнитись в наявності спряжених судинно-рухових рефлексів. Для роботи необхідно: кролик (краще білий), настільна лампа, банка з водою, нагрітою до 45–50°С, рушник. Хід роботи. Кролика загортають в рушник, залишивши відкритими голову та одну з передніх кінцівок. Вуха кролика з’єднують слабеньким затискачем, утримуючи вертикально, і в такому положенні прикріплюють ниткою до штатива. Спереду ставлять настільну лампу так, щоб світло було спрямоване на вухо кроля. Звертають увагу на стан кровоносних судин в нормі, далі лапу кролика занурюють у теплу воду. Через деякий час спостерігають, що судини вуха з боку кінцівки, яка нагрівається, розширюються. Після того як вухо стане червоним, воду в банці міняють на холодну. Як наслідок, судини вуха звужуються. Така зміна діаметра кровоносних судин здійснюється за рахунок периферичних рефлексів, рефлекторні дуги яких замикаються в нервових гангліях, що розташовані поза межами центральної нервової системи. При застосуванні больових подразнень кровоносні судини обох вух звужуються. Це відбувається під впливом симпатичних нервів гуморально, під дією гормону надниркових залоз — адреналіну, який швидко синтезується в значних кількостях, коли організм відчуває біль. Слабкі місцеві подразнення вуха (стукання пальцями або натиранням ваткою з ефіром) викликають розширення судин. Такий вплив може здійснюватись за рахунок аксон-рефлексів (без участі нервових центрів).

129


Контрольні запитання 1. За участю яких нервів регулюється просвіт кровоносних судин в організмі? 2. Як слід розуміти спряжені периферичні рефлекси і де замикаються їх рефлекторні дуги? 3. Що таке адреналін і як він впливає на просвіт кровоносних судин?

Робота 67. Дослідження пульсу в сільськогосподарських тварин Пульсом називають коливання стінок артеріальних судин, зумовлене систолічним підвищенням тиску крові. У венозній системі тиск крові не залежить від систоли та діастоли, тому пульс у венах відсутній. Венозний пульс можливий тільки в устях порожнистих вен і виникає в момент скорочення правого передсердя, коли кров наштовхується на закритий отвір і її зворотня хвиля коливає стінки вен. У випадках, коли кільцеві м’язи нещільно закривають отвір і кров повертається назад у вени, венозний пульс підсилюється і передається на яремну вену. Таке коливання яремної вени, яке називають ундуляцією, свідчить про недостатню роботу серця. Мета досліду: дослідити пульс в різних сільськогосподарських тварин, вивчити його характеристику. Для роботи необхідно: коні, корови та інші сільськогосподарські тварини, секундомір. Хід роботи. Пульс можна досліджувати на будь-якій артерії, що доступна пальпації, але зручно і тому прийнято це робити в коней на підщелеповій артерії в ділянці судинної вирізки нижньої щелепи, в корів — по краю жувального мускула на лицьовій артерії, в дрібних тварин (кіз, овець) — на ділянці паху, на стегновій артерії, в свиней — на хвостовій артерії. Прощупуючи пучками пальців, знаходять зазначені артерії й підраховують кількість пульсових хвиль за хвилину, користуючись секундоміром. Отримані дані порівнюють з кількістю серцевих циклів у нормі. Досліджуючи пульс, звертають увагу на його характеристику, а саме: ритмічність (ритмічний і аритмічний з неоднаковими про130


міжками часу між ударами); частоту (частий і рідкий); на висоту (високий і низький, коли стінка судини піднімається на незначну висоту); напруженість (твердий та м’який, коли кровонаповнення судини слабке й при незначному натисканні на артерію рух крові припиняється). Після дослідження пульсу в спокійному стані тварину примушують пробігти і знову досліджують пульс. Звертають увагу на зміну як його частоти, так й інших характеристик. За пульсом роблять висновки про роботу серця та стан кровоносних судин. Пульс вдається записати графічно за допомогою приладу — свігмографа. Крива пульсу зветься свігмограмою. За відсутності свігмографа запис можна зробити на кімографі за допомогою капсули Марея, що сполучається гумовою трубкою з маленькою лієчкою, широка частина якої затягнута гумовою плівкою. Останню прикладають до ділянки, де розміщується артерія. Контрольні запитання 1. Що зветься пульсом? 2. Якими ознаками характеризується пульс? 3. Про стан яких органів можна судити, досліджуючи пульс?

Робота 68. Визначення тиску крові за методом Короткова Тиск крові на стінки кровоносних судин зумовлений роботою серця. У міру віддалення від серця тиск крові знижується: у лівому шлуночку (при систолі) він досягає 26,6 кПа, а в аорті — 19,5–23,9; в артеріях — 13,3–15,9, в артеріолах — 2,66–5,32, в капілярах — 1,33– 2,66, у венах — 0,66–1,06, в устях порожнистих вен — 0 (під час вдиху тиск негативний), в передсердях —4,65–5,32 (під час систоли), в правому шлуночку — 7,98–9,31 кПа. Тиск крові відносно стабільний, але незначно змінюється в зв’язку з систолою (максимальний) і діастолою (мінімальний) шлуночків, під час вдиху та видиху, а також відповідно до зміни тонусу блукаючих нервів. Підвищення тонусу веде до зниження тиску крові, й навпаки. Мета досліду: оволодіти методом визначення тиску крові за допомогою спеціальних приладів. 131


Для роботи необхідно: тварини (кінь, корова), прилади для вимірювання тиску крові (сфігмоманометри, тонометри), фонендоскопи або стетоскопи. Хід роботи. Безкровне визначення тиску крові проводять за методом Короткова. Манжету тонометра або сфігмоманометра (рис. 74) щільно намотують на корінь хвоста тварини подібно, як на руку людини. Нижче манжети 4 на хвостовій артерії встановлюють фонендоскоп 3 і пучками пальців знаходять пульс. За допомогою гумової груші 2 в манжету нагнітають повітря до зниження пульсу. Далі, злегка відкривши повітряний краник, поволі випускають повітря з манжети, прислуховуючись до появи шумів у артерії. Вони виникають водночас з появою пульсу. В цей момент стрілка тонометра або ртутний стовп сфігмоманометра 1 показує максимальний (систолічний) тиск крові. Шуми в артерії з’являються тому, що в момент систоли порція крові проходить через стиснену ділянку і потрапляє в порожню арРис. 74 терію. Щоб визначити мінімальний (діастолічний) тиск крові слід продовжувати випускати повітря з манжети до зникнення шумів. Вони зникають тому, що тепер кров тече безперервно під час систоли та діастоли. Момент зникнення шумів свідчить про мінімальний тиск крові. Вимірювання тиску крові в дрібних сільськогосподарських тварин проводять так само на серединних артеріях передніх кінцівок. Контрольні запитання 1. Які фактори зумовлюють незначне коливання тиску крові? 2. Якими приладами вимірюють тиск крові? 3. За якими показниками визначають максимальний і мінімальний тиск крові?

132


Робота 69. Порівняльна оцінка кров’яного тиску в артеріях і венах. Вплив адреналіну на кров’яний тиск Для порівняння тиску крові в артеріях і венах використовують кривавий метод, тобто з’єднують ці судини з манометрами (водним або ртутним) і вимірюють тиск крові в кілопаскалях. Таку порівняльну оцінку можна зробити візуально, з’єднавши артерію і вену з скляними трубками, що утримуються поруч у вертикальному положенні на штативі. Мета досліду: наочно впевнитись в значній різниці тиску крові в одній з гілок аорти й у венозному синусі жаби. Для роботи необхідно: жаба, коркова пластинка, набір інструментів для препарування, маленький пінцет, скляні канюлі для венозного синуса і аорти у вигляді капілярної трубочки, зігнутої під прямим кутом, нитки, голка, 0,6%-й розчин кухонної солі, розчин адреналіну (1:1000). Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем догори, оголюють серце. Голкою підводять лігатуру під праву (товщу) гілку аорти. На цьому ж рівні аорту надрізають маленькими ножицями і вводять в неї канюлю-капіляр, фіксуючи її ниткою. Кров поштовхоподібно піднімається капілярною трубочкою вгору, характеризуючи тиск крові на ділянці аорти біля серця. Рівень крові в капілярі піднімається, якщо затиснути другу гілку аорти пінцетом або перев’язати її ниткою. Щоб мати уявлення про тиск крові у венозній системі, під гілки аорти підводять нитку маленьким пінцетом. Серце перекидають на спинку так, щоб лігатура розмістилася під венозним синусом, в нижній частині якого роблять надріз і вводять в нього канюлю, фіксуючи лігатурою. Кров у цій канюлі не піднімається вгору, бо тут її тиск дорівнює нулю, тоді як в аортальній трубочці вона знаходиться на висоті 80–100 мм. Скляні канюлі заздалегідь слід промивати 5%-м розчином лимоннокислого натрію, щоб запобігти зсіданню крові. Щоб упевнитись в судинно-звужувальній дії гормону адреналіну і разом з тим в підвищенні тиску крові, необхідно у венозну канюлю додати 1–2 мл фізіологічного розчину та одну краплю адреналіну. При цьому друга гілка аорти не повинна бути перетиснена, через короткий час рівень крові в канюлі-капілярі піднімається, що свідчить про підвищення її тиску за рахунок звуження кровоносних судин. 133


Контрольні запитання 1. Чим пояснюється різниця тиску крові в артеріальній та венозній частинах кровоносної системи? 2. Які фактори можуть змінювати тиск крові? 3. Якими методами визначають тиск крові?

Робота 70. Реєстрація тиску крові в гострому досліді на собаці Мета досліду: ознайомитися в гострому досліді з графічною реєстрацією тиску крові та впливом на роботу серця блукаючого нерва, адреналіну, іонів кальцію і калію. Для роботи необхідно: собака, етамінал натрію, насичений розчин сірчанокислої магнезії, розчин адреналіну (1:1000), 0,85%-й фізіологічний розчин, набір хірургічних інструментів, три скляні канюлі для кровоносних судин середнього діаметра, ртутний манометр з поплавцем і записувачем, кімограф, дві скляні трубки довжиною 2,5 м і діаметром 4–5 мм, встановлені вертикально на високому штативі, три затискачі Діффенбаха, джерело індукційного струму, трахеотубус. Хід роботи. Для наркозу великому собаці внутрішньовенно вводять 1–1,25 г етаміналу натрію. Коли настане сонливий стан, собаку фіксують у спеціальному станку черевом догори. В ділянці середньої третини шиї роблять розріз шкіри за сагітальною лінією, знаходять і надрізають трахею, вставляють в неї трахеотубус. Розділяючи тканини з боку трахеї препарувальною голкою, знаходять сонну артерію та вагосимпатичний нервовий стовбур. Блукаючий нерв знаходиться нібито в чохлі симпатичного нерва, тому його слід відпрепарувати і взяти на лігатуру. Сонну артерію, звільнивши від тканин, перетискують затискачем Діффенбаха і перев’язують ниткою вище на 2–3 см від затискача. Між останнім і лігатурою роблять надріз, вставляють канюлю з гумовою трубкою, заповненою 5%-м розчином лимоннокислого натрію. Подібним чином вставляють і фіксують лігатурами канюлі в яремну і стегнову вени. Останню з’єднують з бюреткою на штативі, де знаходиться фізіологічний розчин, а канюлю сонної артерії з’єднують з ртутним манометром Людвіга. 134


Дослід починають, знявши затискач з сонної артерії. Тиск крові передається через розчин сірчанокислої магнезії на ртуть манометра, і вона змінює своє положення. За шкалою, яка знаходиться поряд, визначають тиск крові в міліметрах ртутного стовпчика. Змінюючи положення, ртуть піднімає поплавець із записувачем, і на кімографі реєструється кров’яний тиск у вигляді кривої з хвилями трьох порядків. Часті хвилі відповідають зміні тиску крові залежно від систоли та діастоли серця. Хвилі другого порядку відображають зміни тиску крові внаслідок вдиху та видиху, а більш пологі хвилі свідчать про зміну тиску крові в зв’язку із зміною тонусу блукаючого нерва. Далі під блукаючий нерв підводять електроди і подразнюють нерв індукційним струмом. При цьому тиск крові різко знижується тому, що блукаючий нерв сповільнює роботу серця і розширює просвіт кровоносних судин. При сильному подразненні блукаючого нерва спостерігається короткочасна зупинка серця. Адреналін стимулює роботу серця і звужує просвіт кровоносних судин, що веде до підвищення тиску крові. Щоб упевнитись у цьому, через канюлю в стегнову вену вводять 0,5 мл адреналіну й промивають канюлю фізіологічним розчином з бюретки. Майже одночасно з введенням адреналіну крива тиску крові на кімографі швидко піднімається вгору. Через 2–3 хв тиск крові повертається до норми, бо адреналін швидко інактивується. Подібним чином собаці вводять розчин кальцію хлориду та калію хлориду. Спостерігають відповідно підвищення та зниження кров’яного тиску, бо іони кальцію стимулюють, а іони калію гальмують роботу серця. Тиск крові зростає при збільшенні її кількості в кровоносному руслі. Вводять у стегнову вену 200–300 мл фізіологічного розчину (37°С) і кров’яний тиск підвищується. Наприкінці досліду канюлю яремної вени сполучають з скляною трубкою у штативі, яка заздалегідь заповнюється підфарбованим фізіологічним розчином. Канюлю сонної артерії сполучають з іншою трубкою на штативі, яка заповнена антикоагулянтом — насиченим розчином сірчанокислої магнезії (10–15 мл). Далі знімають затискачі з вени та артерії і спостерігають, як фізіологічний розчин входить у яремну вену. Рівень його в трубці встановлюється на рівні собаки, що свідчить про майже нульовий тиск крові на цій ділянці. В другій трубці розчинантикоагулянт разом з кров’ю піднімається високо вгору, що свідчить 135


про значний тиск крові в артеріях. Собаці вводять ще раз трохи адреналіну і спостерігають, як кров у трубці різко піднімається вгору.

Робота 71. Лімфатичні серця жаби Рух лімфи по лімфатичних судинах забезпечується переважно тими ж трьома факторами, що й рух крові по венах. Це різниця тиску лімфи в судинах, що на периферії, та в грудній порожнині. Це присмоктувальна дія грудної порожнини, тому що в ній тиск трохи нижчий за атмосферний. Третій фактор — скорочення скелетних м’язів. Лімфатичні судини здебільшого розташовані між м’язами, які, скорочуючись, витісняють лімфу, а клапанний апарат лімфатичних судин спрямовує рух лімфи до грудної лімфатичної протоки і далі в порожнисту вену до серця. Крім цих основних факторів, руху лімфи сприяють автоматичні скорочення окремих ділянок, лімфатичних судин, або так звані лімфатичні серця. їх можна знайти в певних ділянках тіла жаби і спостерігати, як вони скорочуються. Мета досліду: відпрепарувати лімфатичні серця в жаби та спостерігати їх роботу. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, шпильки. Хід роботи. Жабу декапітують, знерухомлюють, руйнуючи спинний мозок, фіксують на корковій пластинці черевцем донизу. В ділянці куприка обережно зрізають шкіру. З обох боків кінця куприкової кісточки знаходять лімфатичні серця у вигляді невеликих світлих плям (1 на рис. 75). Спостерігають за їхньою роботою. Вони скорочуються в такому ж ритмі, як і серце. Рис. 75

Контрольні запитання 1. Які фактори забезпечують рух лімфи по лімфатичних судинах? 2. Що таке лімфатичні серця? 3. Що забезпечує рух лімфи в напрямку до серця?

136

Лабораторно-практичні роботи. Дихання

ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ДИХАННЯ

Дихання являє собою сукупність процесів поглинання, переносу та виділення газів з організму в першу чергу кисню та вуглекислого газу. Кисень в організмі використовується для окиснення основних поживних речовин: білків, жирів та вуглеводів, тоді як вуглекислий газ є кінцевим продуктом обміну речовин. Обмін газів між атмосферним повітрям і кров’ю легень називають зовнішнім, або легеневим диханням, а між кров’ю і клітинами (тканинами) — внутрішнім, або тканинним диханням. Кров, виконуючи дихальну функцію, поєднує процеси обміну газів на рівні легень і тканин. Таким чином, фізіологія дихання включає обмін газів між атмосферним повітрям і альвеолярним простором легень (легенева вентиляція), дифузію газів між альвеолярним повітрям і кров’ю легень, транспортування газів кров’ю, дифузію газів між кров’ю і тканинами та діяльність органів дихання.

Робота 72. Роль діафрагми в процесах вдиху і видиху Рух повітря між навколишнім середовищем та альвеолярним простором (легенева вентиляція) відбувається за рахунок вдиху та видиху. Ці процеси здійснюються за участю значної кількості м’язів (близько 16), але найголовніше значення мають м’язи діафрагми. При паралічах діафрагмальних м’язів у новонароджених настає удушення. Мета досліду: вивчити вплив діафрагми на легені за допомогою апарата Дондерса (рис. 76, де 1 — скляна банка; підвішені легені; 3 — манометр). Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, скляна канюля з гумовою трубочкою довжиною 5–7 см, затискач, маленька гумова груша для піддування легень повітрям, голкотримач з хірургічною голкою та ниткою, скляна банка з гумовою плівкою замість дна. 137


Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, навколо голосової щілини роблять кисетний шов (уколи голкою роблять поверхнево, щоб не проколоти легені). В голосову щілину вводять канюлю й фіксують її там, затягнувши кисетний швом. Грушею піддувають легені через канюлю, гумову трубочку перекривають затискачем. Тепер легені знаходяться в розширеному стані, тому їх легко відпрепарувати. Обережно розрізають черевну, а далі й грудну порожнини. Роздуті альвеоли легень вирізають разом з канюлею, яку вставляють у попередньо зроблений отвір в пробці банки. Легені вставляють в банку і закривають Рис. 76 її корком. Таким чином виготовляють апарат Дондерса, банка яка імітує герметично закриту грудну порожнину, гумова плівка замінює в ній діафрагму, а канюля є трахеєю. Коли банка ще відкрита, великим пальцем злегка натискають на діафрагму і тоді банку закривають корком. Коли палець відпущено, гумова плівка займає попереднє положення, а легені дещо розширюються і залишаються в такому стані, як це відбувається в організмі. При відтягуванні діафрагми назовні тиск у грудній порожнині знижується й атмосферне повітря проходить через трахею в легені, роздуваючи їх. Це вдих. При натисканні на діафрагму тиск в банці стає більшим за атмосферний, тому повітря з легень виходить назовні й вони спадають. Це видих. За рахунок діафрагми порожнина грудної клітки збільшується у поздовжньому напрямку. Контрольні запитання 1. Що являє собою апарат Дондерса? 2. З якою метою виготовляють апарат Дондерса? 3. Яку роль виконує діафрагма в механізмі вдиху та видиху?

138


Робота 73. Роль міжреберних м’язів у процесах вдиху і видиху У механізмі вдиху та видиху важливе значення мають зовнішні міжреберні м’язи (інспіратори) і менше — внутрішні (експіратори). Інспіратори, скорочуючись, забезпечують розширення грудної клітки в поперечному та трохи у вертикальному напрямку і цим сприяють вдиху. Нормальний видих відбувається пасивно без участі м’язів, бо під час вдиху накопичується потенційна енергія, яка сприяє видиху. Грудна клітка під впливом своєї маси спадається. М’язи-експіратори беруть участь у форсованому видиху, тобто в максимальному видиху, який можна зробити після нормального. Мета досліду: вивчити функцію міжреберних м’язів за допомогою схеми, яка імітує вдих і видих. Для роботи необхідно: дві жаби, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, нитки, джерело індукційного струму та електроди у вигляді тоненьких провідків, комутатор, схема-модель, яка імітує частину грудної клітки (рис. 77, де 1 — дві горизонтальні пластинки; 2 — дві вертикальні пластинки; 3 — м’язи кінцівок жаби; штриховою лінією показано положення пластинок під час скорочення зовнішнього міжреберного м’яза (інспіратора)). Тоненькі алюмінієві пластинки 1 і 2 з’єднані між собою у вигляді довгастого чотирикутника. Довгі пластинки виконують роль двох ребер, а короткі — роль грудної кістки та хребта. Пластинка хребта затискається у штативі нерухомо. Хід роботи. Жабу декапітують, знерухомлюють, руйнуючи спинний мозок, відрізають задні кінцівки в ділянці, де вони з’єднуються з тазовими кістками. Знімають з них шкіру та відрізають лапки нижче колінних суглобів. До останніх прив’язують нитки, за допомогою яких фіксують цей м’язовий препаРис. 77 139


рат в рамці-моделі по діагоналі. Це ж роблять в другої жаби. Потім обережно, розділивши м’язи, знаходять стегнові кісточки та перерізають їх навпіл. Отриманий м’язовий препарат фіксують в рамці навхрест (рис. 77). До обох груп м’язів підводять по два тоненькі проводки від комутатора, який з’єднують з індукційною котушкою. Замкнувши струм і користуючись комутатором, посилають почергово подразнення до м’язів, один з яких є інспіратором, другий — експіратором. При скороченні зовнішнього м’яза ребра піднімаються, а при скороченні внутрішнього, навпаки, опускаються, імітуючи функцію міжреберних м’язів. Контрольні запитання 1. Які м’язи беруть участь в механізмі вдиху та видоху? 2. В яких напрямках розширюється грудна клітка за рахунок інспіраторів? 3. Як відбувається вдих?

Робота 74. Значення негативного тиску в плевральній порожнині для функціонального стану легень У грудній клітці є плевральна порожнина, яка являє собою щілину між костальним і легеневим листками плеври. Внаслідок різної інтенсивності росту легень і грудної клітки (остання росте швидко) тиск в плевральній порожнині стає негативним. Він забезпечується ще й тим, що у новонародженого після першого вдиху ребра своїми головками остаточно фіксуються у суглобових ямках і залишаються дещо піднятими. Негативний тиск плевральної порожнини складає 1,99–3,98 кПа і забезпечує постійний розширений стан легень (навіть в момент максимального видиху), що сприяє обміну газів між альвеолярним простором та кров’ю легень. Мета досліду: упевнитись у наявності негативного тиску в плевральній порожнині кролика та відмінити зміну дихання при пневматораксі. Для роботи необхідно: кролик, U-подібний водяний манометр, одна з трубок якого з’єднана з кровопускальною голкою гумовою трубкою. 140


Хід роботи. Кролика тримають на столі в сидячому положенні, поряд ставлять штатив з манометром. Кровопускальною голкою (попередньо простерилізованою) проколюють шкіру в середній третині грудної клітки між ребрами. Далі голку поступово просовують глибше, утримуючи її вертикально до столу. Водночас спостерігають за рівнем води в колінах манометра. Як тільки голка досягне плевральної порожнини, рівень води в одній трубці піднімається, а в другій — знижується. Це свідчить про наявність негативного тиску в плевральній порожнині. Його можна зареєструвати на барабані кімографа (рис. 78, де 1 — ліва легеня; 2 — серце; 3 — плерва; 4 — діафрагма; 5 — голка; 6 — барабан кінемографа; d, d1 — рівні води в колінах манометра). Під кінець досліду гумову трубку знімають з манометра, що сприяє проникненню атмосферного повітря в плевральну порожнину. В результаті, тиск вирівнюється, дихання кролика стає тяжким, особливо з того боку, де зроблений прокол плевральної порожнини. Сполучення цієї порожнини з навколишнім середовищем називають пневмотораксом. При двобічному пневмотораксі дихання неможливе. В таких випадках застосовується штучне дихання, а отвори в плевральній порожнині зашивають. Через деякий Рис. 78 час повітря, що зайшло в порожнину, розсмоктується і негативний тиск відновлюється, а з ним і нормальне дихання. Контрольні запитання 1. Яке значення має негативний тиск у плевральній порожнині для функціонального стану легень? 2. Що таке пневмоторакс і як можна його позбавитися? 3. Чи змінюється негативний тиск в плевральній порожнині під час вдиху та видиху?

141


Робота 75. Графічна реєстрація дихальних рухів грудної клітки (пневмографів) Залежно від особливостей рухів грудної клітки розрізняють три типи дихання: грудний, або реберний тип, коли грудна клітка розширюється переважно за рахунок зовнішніх міжреберних м’язів; черевний, або діафрагмальний тип, коли грудна клітка розширюється за рахунок діафрагми, та змішаний. У змішаному диханні (ребернодгафрагмальному) однакову участь беруть м’язи-інспіратори й діафрагма. Останній тип дихання спостерігається в сільськогосподарських тварин, за винятком вагітних самок. У них реєструються переважно грудний тип дихання, який менше турбує плід. Мета досліду: зареєструвати дихальні рухи грудної клітки на барабані кімографа. Звернути увагу на частоту та глибину дихання в нормі та після фізичних навантажень на тварину. Для роботи необхідно: тварина (краще коза), пневмограф, кімограф. За відсутністю фабричного пневмографа можна виготовити з гофрованої трубки, довжина якої повинна відповідати об’єму грудної клітки тварини. Цю трубку сполучають з капсулою Марея тоненькою гумовою трубкою, в яку вставляють трійник із затискачем (рис. 79). Хід роботи. Гофровану трубку 1 фіксують (не дуже щільно) навколо грудної клітки тварини в середній її третині. Знявши затискач 2, створену замкнену систему злегка піддувають повітрям і знову накладають затискач. Тепер дихальні рухи через повітряну передачу на капсулу Марея 3, закріплену на штативі гвинтом 4, реєструється пневмограма. Аналізуючи пневмограму, можна робити висновки про частоту та глибину дихальних рухів. ПідраРис. 79 хуйте кількість дихальних рухів за хвилину в усіх сільськогосподарських тварин. Після запису пневмограми в нормі тварину примушують пробігти і знову проводять пневмографію. Звертають увагу на зміну частоти та 142


глибину дихання, а також на його ритмічність. Таким чином можна виявити патологічні типи дихання. Контрольні запитання 1. З якою метою використовують пневмографію? 2. Чому у вагітних самок спостерігається грудний тип дихання? 3. Яка частота дихання на хвилину в сільськогосподарських тварин в нормі?

Робота 76. Визначення дихального, додаткового, резервного об’ємів повітря і життєвої ємності легень (спірометрія) Повітря, що вдихається та видихається під час нормального вдиху та видиху, називають дихальним. Додаткове повітря вдихається при максимальному вдиху, який робиться після нормального, а резервне видихається при максимальному видиху після нормального. Ці три об’єми повітря складають життєву ємність легень. Мета досліду: визначити на собі зазначені вище об’єми повітря та життєвої ємності легень за допомогою спірометрів. Для роботи необхідно: стаціонарний водний волюмоспірометр (рис. 80) та портативний сухий спірометр (рис. 81), спирт, вата.

Рис. 80

Рис. 81

143


Хід роботи. Перед дослідом мундштуки спірометрів протирають ваткою з спиртом. Стрілку волюмоспірометра встановлюють на нульове положення. Отвори носу закривають спеціальним затискачем. Для визначення дихального повітря слід зробити нормальний вдих через рот і нормальний видих через спірометр. Стрілка його покаже, об’єм дихального повітря. В середньому він становить в людини 0,5 л, в коней 5–6 л. Далі стрілку спірометра повертають у попереднє положення, роблять нормальний видих і потім максимально видихають у спірометр. Останній покаже резервне повітря. Його середній об’єм в людини 1,5 л, а в коня близько 12 л. Для визначення додаткового повітря спірометр залишають наповненим повітрям. Роблять нормальний вдих, а потім максимально вдихають повітря з спірометра. Стрілка його повертається на нульове положення тому, що об’єм додаткового повітря дорівнює об’єму резервного. Для визначення життєвої ємності легень слід зробити максимальний вдих, вип’ячуючи черевну стінку назовні, й максимальний видих — у спірометр. Життєва ємність легень в середньому в людини дорівнює 3,5 л, в коней — 25–30 л. Вона добре характеризує функціональний стан легень. Навіть після максимального (форсованого) видиху в легенях лишається так зване залишкове повітря. Його об’єм у людини становить 1 л, коней — 10 л. Це повітря та життєва ємність легень у сумі складають загальну, або максимальну ємність легень (в коней близько 40 л). Контрольні запитання 1. Що таке життєва ємність легень і що вона характеризує? 2. Чи однакова життєва ємність легень у тренованих і нетренованих осіб? 3. Що таке максимальна ємність легень? 4. Чи збільшується максимальна ємкість легень при фізичних навантаженнях? 5. Чи змінюються об’єми повітря у самок в період вагітності?

144


Робота 77. Визначення легеневої вентиляції і хвилинного об’єму легень Легеневою вентиляцією називається обмін повітря між навколишнім середовищем та альвеолярним простором легень. Вона визначається кількістю дихальних рухів, помножених на об’єм дихального повітря. Хвилинна вентиляція легень характеризується кількістю повітря, яке проходить через легені за одну хвилину. В тварин легенева вентиляція визначається за допомогою респіраційних масок і прогумованого мішка Дугласа. На рис. 82 показано респіраційні маски для коня (а), великої рогатої худоби (б), свині (в) і дрібної рогатої худоби (г). Легенева вентиляція є добрим показником функціонального стану легень.

Рис. 82

Мета досліду: визначити хвилинний об’єм легень у тварин й людини до і після фізичних навантажень. Для роботи необхідно: тварина, респіраційна маска, мішок Дугласа, газовий лічильник, спирт, вата. Хід роботи. Мундштук або загубник з’єднують з гофрованою трубкою мішка Дугласа 1 (рис. 83), протирають ваткою, змоченою у спирті, і здавлюють губами. Протягом 5 хв вдихають через ніс, а видихають в мішок через мундштук. Далі трубку перетискують затискачем, кінець 145


її з’єднують з газовим лічильником 3, затискач знімають і все зібране газоприймачем 2 повітря слід поділити на п’ять. Отримана цифра — це і буде хвилинний об’єм легень (хвилинна вентиляція).

Рис. 83

Аналогічно визначають хвилинний об’єм легень після фізичного навантаження (треба присісти 20–30 раз). Водночас із збиранням повітря в мішок підраховують кількість дихальних рухів і порівнюють з такими до навантажень. Виявляється, у тренованих осіб хвилинний об’єм повітря збільшується переважно за рахунок посилення глибини дихальних рухів, а в нетренованих — за рахунок частоти дихання. Подібним методом визначають легеневу вентиляцію у тварини, надівши на її морду респіраційну маску, яка дозволяє вільно вдихати повітря і через клапан видихати його в мішок Дугласа. Контрольні запитання 1. Що є показником легеневої вентиляції? 2. Що таке хвилинний об’єм легень і що він характеризує? 3. Яка різниця в збільшенні об’єму легень у тренованих і нетренованих осіб? 4. Вдихаючи живіт можна випячувати, або втягувати. Коли більше повітря надійден в легені?

146


Робота 78. Якісне визначення вмісту вуглекислого газу у вдихуваному і видихуваному повітрі У вдихуваному, альвеолярному та видихуваному повітрі вміст кисню, вуглекислого газу та азоту неоднаковий (табл. 12). Таблиця 12 Склад вдихуваного і видихуваного повітря

Газ

вдихуване вміст, %

Повітря альвеолярне

видихуване

тиск, мм тиск, мм вміст, % вміст, % рт.сг. рт.ст.

тиск, мм рт.ст.

O2

21,0

160

15

104

16

116

СО2

0,03

0,23

5,5

40

4,5

32

N2

78

600

78

600

—

—

Примітка. Вміст і тиск азоту на всіх етапах дихання однаковий (78% і 600 мм рт. ст.). Крім зазначених газів, у вдихуваному й видихуваному повітрі завжди присутня пара води.

У венозній крові тиск кисню та вуглекислого газу дорівнює відповідно 40 і 46 мм рт. ст., а в артеріальній — 90 і 40 мм рт. ст. У тканинах (в клітині) кисню майже немає, бо він негайно використовується для окисних процесів, а тиск вуглекислого газу — близько 60 мм рт. ст. Відомо, що дифузія газів зумовлена різницею парціальних тисків цих газів. Проаналізувавши зазначені цифри, можна зрозуміти, чому кисень шляхом дифузії проникає в кров і далі у тканини, а вуглекислий газ, навпаки, з тканин до альвеолярного простору легень. Кількісне визначення газів проводять у спеціальних аналізаторах, а якісне порівняння вмісту вуглекислого газу у вдихуваному та видихуваному повітрі — за допомогою банок Дрекселя. Мета досліду: наочно упевнитись у тому, що у видихуваному повітрі вуглекислого газу значно більше, ніж у вдихуваному. Для роботи необхідно: баритова вода (насичений розчин барію гідроксиду), банки Дрекселя, спирт, вата. Хід роботи. У банки 1, 2 (рис. 84) наливають баритову воду так, щоб довгі трубки були занурені в розчин на 1–2 см. Скляний мундштук 3 з’єднують з банками гумовими трубками, одна з яких надіта на довгу скляну трубку банки 2, а інша — на коротку трубку банки 1. 147


Рис. 84

Мундштук протирають ваткою з спиртом, затискують губами і роблять 8–10 вдихів та видихів. Вдихуване повітря проходить через одну банку, в якій атмосферний вуглекислий газ з’єднується з баритовою водою, а видихуване — через іншу банку, звільнюючись від вуглекислого газу, який утворився в організмі. При цьому утворюється нерозчинний білий осад — барій карбонат, завдяки чому вода мутнішає. Ступінь помутніння води в другій банці значно більший, ніж у першій, а це значить, що вуглекислого газу у видихуваному повітрі більше, ніж у вдихуваному. Контрольні запитання 1. За рахунок чого відбувається дифузія кисню та вуглекислого газу? 2. Який парціальний тиск кисню й вуглекислого газу у вдихуваному, альвеолярному і видихуваному повітрі? 3. Яке напруження кисню і вуглекислого газу в артеріальній і венозній крові? 4. Відомо, що кількість азоту у вдихуваному і видихуваному повітрі однакова. За яких умов вміст азоту в крові може збільшитись? 5. Шо краще для організма, дихати чистим киснем, чи киснем в суміші з вуглекислим газом?

148


Робота 79. Спостереження за діяльністю миготливого епітелію Носова порожнина, ділянка гортані, трахеї та бронхів складають так званий шкідливий або мертвий простір, бо тут обміну газів не відбувається. Насправді цей простір має велике значення в процесах дихання. Тут повітря зігрівається, зволожується, аналізується щодо хімічного складу і звільняється від механічних домішок (пилу). Слизова оболонка верхніх дихальних шляхів вкрита миготливим епітелієм у вигляді дрібних ворсинок, які постійно перебувають в русі, передаючи пилинки з одних ворсинок на інші. Мета досліду: спостереження за дією миготливого епітелію, що сприяє очищенню вдихуваного повітря від механічних домішок. Для роботи необхідно: жаба, ефір, набір інструментів для препарування, коркова пластинка, скляний ковпак, вата, дрібні шматочки вугілля. Хід роботи. Жабу кладуть під ковпак, де заздалегідь лежить ватний тампон, змочений ефіром. Коли подіє наркоз, жабу фіксують на корковій пластинці черевцем догори. Відтягуючи пінцетом нижню щелепу назад, максимально відкривають ротову порожнину. На слизову оболонку верхньої щелепи між очними яблуками кладуть шматочки вугілля і спостерігають, як вони поволі рухаються в напрямку до стравоходу і зникають там. Те ж саме можна спостерігати, коли жабу тримати вниз головою. Шматочки вугілля рухаються проти земного тяжіння. Аналогічно миготливий епітелій верхніх дихальних шляхів теплокровних тварин транспортує адсорбовані слизом механічні домішки в напрямку до гортані, а далі вони під час кашлю або чихання викидаються назовні. Рухи миготливого епітелію можна спостерігати під мікроскопом на слизовій оболонні, вирізаній з стравоходу жаби. Ці рухи нагадують коливання колосових рослин (жита), коли вони згинаються під дією вітру. Контрольні запитання 1. Яке значення мають верхні дихальні шляхи в процесах дихання? 2. За рахунок чого зігрівається, зволожується, аналізується щодо хімічного складу і очищається від пилу вдихуване повітря?

149


Робота 80. Спостереження за дифузією вуглекислого газу через паренхіму (тканину) легень Дифузія газів відбувається за наявності різниці парціальних тисків даних газів. Парціальний тиск вуглекислого газу в альвеолярному повітрі дорівнює 40, а у венозній крові легень — 46 мм рт. ст. Різниця, як бачимо, незначна і становить всього 6 мм рт. ст., але цього достатньо для швидкої дифузії газу, бо за своїми фізичними властивостями вуглекислий газ більш здатний до дифузії, ніж кисень, тому він швидко проходить через ендотелій капілярів, епітелій альвеол і далі назовні. Мета досліду: наочно впевнитись у швидкій дифузії вуглекислого газу через тканину легень в альвеолярний простір. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, скляна канюля з гумовою трубочкою довжиною 5–6 см, маленька гумова груша, затискач, апарат Кіппа, банка з широкою шийкою і пробкою, в яку вставлені три скляні трубочки, банка, що служить як водяний клапан. Хід роботи. Жабу декапітують, руйнують спинний мозок, навколо голосової щілини роблять кисетний шов, у щілину вставляють канюлю і фіксують її там лігатурою кисетного шва. Легені жаби злегка піддувають за допомогою груші через гумову трубочку. Останню закривають затискачем і обережно вирізають легені. Далі їх переносять

Рис. 85

150


у широку банку 3 (рис. 85) і прикріплюють до середньої трубочки. Другу скляну трубочку з’єднують з апаратом Кіппа 1 гумовою трубкою через банку — «водяний клапан» 2. Третю скляну трубочку за допомогою затискача залишають трохи відкритою. Апарат Кіппа заправляють мармуровою крихтою і соляною кислотою. Вуглекислий газ, який утворюється при з’єднанні мармуру з кислотою, надходить через банку — «водяний клапан» в банку з легенями, а надмірна кількість його виходить назовні через нещільно закриту трубочку. Через деякий час легені жаби починають роздуватися так сильно, що в кінці досліду лопаються. Це свідчить про те, що вуглекислий газ, парціальний тиск якого в банці високий, шляхом дифузії проникає в альвеоли легень і розширює їх. Контрольні запитання 1. За рахунок чого відбувається дифузія кисню та вуглекислого газу через альвеолярну стінку легень? 2. Чому дифузія вуглекислого газу проходить швидко навіть при незначній різниці його парціального тиску?

Робота 81. Вислуховування (аускультація) і вистукування (перкусія) легень Аускультація і перкусія — це два методи, які дозволяють встановити межі легень та робити висновки про функціональний стан легеневої тканини. Вислуховування проводять безпосередньо вухом, або фонендоскопом (стетоскопом), а вистукування — пальцями (дигітальна перкусія) та за допомогою інструментів — перкусійного молоточка та плесиметра. Мета досліду: набути необхідного досвіду в проведенні перкусії та аускультації легень. Для роботи необхідно: сільськогосподарські тварини, фонендоскопи (стетоскопи), перкусійні молоточки, плесиметри, рушники. Хід роботи. Фонендоскопом або стетоскопом (можна безпосередньо вухом), заздалегідь закривиш грудну клітку тварини рушником, прослуховують дихальні шуми на різних ділянках, де розміщуються 151


легені й трахея. У ділянках, де знаходиться неушкоджена (нормальна) паренхіма легень, прослуховуються так звані везикулярні шуми, які нагадують вимову букви «ф». Вони утворюються від завихрення повітря в легеневих альвеолах (везикулах) під час дихання. Везикулярні шуми добре прослуховуються в дрібних тварин (кози), гірше — у великої рогатої худоби і погано в коней через товсту стінку грудної клітки. Наявність їх свідчить про нормальний стан легеневої тканини. У випадках запалення легень, набряків, абсцесів, заповнення альвеол ексудатом везикулярні шуми не прослуховуються, а натомість на цих ділянках починають прослуховуватись бронхіальні шуми. Вони виникають від завихрення повітря в бронхах і нагадують вимову букви «х». В нормі ці шуми прослуховуються тільки біля основи легень. У випадках патології ущільнена легенева тканина резонує і краще передає бронхіальні шуми. Розрізняють ще трахеальні шуми, які виникають в ділянці голосової щілини і резонуються у трахеї. При дослідженні легень в сільськогосподарських тварин користуються інструментальною перкусією. Для цього плесиметр розміщують між ребрами, щільно притискують до грудної стінки і перкусійним молоточком наносять попарні удари однакової сили. При цьому прислуховуються до звуків, які виникають при ударах. Якщо всі альвеоли заповнені повітрям і відсутня ущільнена легенева тканина, то на цих ділянках грудної клітки при перкусії будуть виникати притуплені (атимпанічні) звуки, характерні для дрібних порожнин (альвеол), заповнених повітрям. При перкусії на ділянках, де паренхіма легень патологічно ущільнена, виникають тупі звуки. При енфіземі легень, коли з кількох розірваних альвеол утворюється порожнина, заповнена повітрям, перкусія дає барабанний (тимпанічний) звук. Цей метод дозволяє встановити межі легень, бо за межами їх розміщення при перкусії виникають тупі звуки. Контрольні запитання 1. Як за допомогою аускультації діагностують нормальний або патологічний стан легень? 2. Як за допомогою перкусії констатують наявність або відсутність патологічних змін в легенях?

152


Робота 82. Рефлекторна регуляція дихання Рефлекторна регуляція дихання здійснюється через блукаючі нерви, ядра яких знаходяться в довгастому мозку, де розміщений і центр дихання. Деякі нервові волокна цих нервів передають від рецепторів легень імпульси, які стимулюють центр вдиху і гальмують центр видиху. Інші волокна, навпаки, забезпечують видих і гальмують вдих. Мета досліду: вивчити роль блукаючих нервів в рефлекторній регуляції дихання. Для роботи необхідно: кролик, станок для його фіксації, наркотична речовина, набір хірургічних інструментів, джерело індукційного струму, кімограф, капсула Марея, 10-літрова банка з пробкою і трьома скляними трубками, міх для вентиляції повітря в банці. Хід роботи. Кролика в стані наркозу фіксують в станку черевом догори. На шиї за сагітальною лінією розрізають шкіру, звільняють від тканин трахею і по обидва боки неї відпрепаровують блукаючі нерви. Під останні підводять лігатури, а в трахею вставляють трахеотубус, який з’єднують короткою гумовою трубкою з однією з трубок в корку банки. Другу трубку аналогічно з’єднують з капсулою Марея, а третю залишають відкритою. Коли схема готова, трубку перекривають затискачем і здійснюють графічну реєстрацію дихальних рухів на кімографі в нормі. Далі один з блукаючих нервів перев’язують лігатурою і перерізають нижче перев’язки. Спостерігають сповільнення дихання. Центральний кінець перерізаного нерва (той, що йде до довгастого мозку) подразнюють слабким індукційним струмом, що викликає короткочасну зупинку дихання у фазі видиху. При подразненні нерва сильним струмом дихання припиняється у фазі вдиху. Це свідчить про наявність нервових волокон, які гальмують вдих (у першому випадку) і видих (у другому). Під кінець досліду перерізають другий блукаючий нерв, що не веде до повної зупинки дихання, але воно стає глибоким і дуже повільним. Після усунення впливу блукаючих нервів діяльність центра дихання регулюється тільки центром пневмотаксису, тому дихання різко сповільнюється. Під час досліду слід періодично вентилювати повітря в банці, бо накопичення в ній вуглекислого газу шкодить нормальному диханню. 153


Після сильного вдиху, форсованого міхом, настає глибокий видих, який інколи веде до загибелі тварини. Якщо до носа кролика піднести ватку, змочену розчином аміаку, можна спостерігати рефлекторну зупинку дихання. Контрольні запитання 1. Як регулюються вдих видихом і, навпаки, видих вдихом? 2. Які нервові центри беруть участь в рефлекторній регуляції дихання, де вони знаходяться? 3. Чому подразнення блукаючого нерва індукційним струмом різної сили веде до зупинки у фазі вдиху та видиху?

Робота 83. Дослідження впливу вуглекислого газу на дихальний центр (дослід Фредеріка) Відомо, що одним з факторів, який прискорює дихання гуморальним шляхом, є вуглекислий газ. Збільшення його (вуглекислоти) вмісту в крові веде до значного зростання частоти дихальних рухів. Вуглекислий газ, циркулюючи в крові, переважно діє безпосередньо на клітини дихального центра довгастого мозку, стимулюючи їх діяльність. Навпаки, зменшення його вмісту в крові супроводжується зниженням активності дихального центра і дихання сповільнюється. Мета досліду: впевнитися, що вуглекислий газ стимулює діяльність дихального центра, діючи безпосередньо на його клітини. Для роботи необхідно: дві собаки, набір хірургічних інструментів, наркотична речовина, два трахеотубуси, чотири скляні канюлі з гумовими трубками. Хід роботи. У наркотизованих собак, які розміщені поруч, відпрепаровують сонні артерії біля трахеї. Останні перерізають і вставляють в них трахеотубуси. На ліву сонну артерію одного собаки та на праву іншого накладають по два затискачі. Між затискачами роблять надрізи артерій, куди вставляють канюлі, які попарно з’єднані гумовими трубками. Їх вставляють навхрест так, щоб центральний кінець сонної артерії одного собаки (рис. 86, а) з’єднувався з периферійним кінцем сонної артерії іншого собаки (рис. 86, б), а централь154


Рис. 86

ний кінець сонної артерії собаки (а) — з периферічним кінцем сонної артерії собаки (б). Після з’єднання затискачі знімають, а інші сонні артерії перев’язують. Тепер кров від тіла собаки (а) надходить в голову до дихального центра собаки (б), кров якої обмиває дихальний центр собаки (а). Якщо закрити трахеотубус собаки (а), то в її крові різко підвищується вміст вуглекислого газу. В результаті частота дихальних рухів собаки (б) значно збільшується і завдяки підсиленій вентиляції легень вміст вуглекислого газу в її крові зменшиться. Така кров надійде в голову собаки (а), де в її тілі вміст вуглекислоти буде значно підвищений. Це свідчить про те, що вуглекислий газ діє безпосередньо на нервові клітини дихального центра. Контрольні запитання 1. Якими гуморальними факторами, крім вуглекислого газу, регулюється дихання? 2. Як регулюється дихання за рахунок рефлексогенних зон каротидного синуса і дуги аорти? 3. Чому подразнення блукаючого нерва індукційним струмом різної сили веде до зупинки у фазі вдиху та видиху?

155


ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ОБМІН РЕЧОВИН І ЕНЕРГІЇ

Обмін речовин — важливий процес життєдіяльності організму, який складається з трьох послідовних етапів: надходження поживних речовин в організм і перетворення їх з більш складних на більш прості, властиві організму речовини; використання їх організмом; виділення кінцевих продуктів обміну. Обмін речовин виявляється в двох протилежних, тотожніх і нерозривних процесах — асиміляції та дисиміляції. Асиміляцією називається процес засвоєння речовин з навколишнього середовища і утворення більш складних, властивих організму органічних речовин. Асиміляція відбувається з поглинанням енергії. Дисиміляція — процес розпаду складних речовин на більш прості з виділенням енергії. Обмін речовин залежить від віку, статі, продуктивності, відтворювальної функції тварин, а також різних умов їх годівлі та утримання.

Робота 84. Визначення витрат енергії тваринами за газообміном (непряма калориметрія) Найзручнішим для визначення енергетичних витрат в організмі тварин є метод непрямої калориметрії. Він базується на дослідженні газообміну, що відображає інтенсивність процесів окиснення, які відбуваються в організмі тварин, та властивостях окислювальних речовин. В організмі тварин відбувається безперервне перетворення хімічної енергії органічних речовин корму в теплову, яку можна визначити за кількістю виділеного вуглекислого газу й поглиненого кисню. Для розрахунку необхідно 1 л кисню або 1 л вуглекислого газу з утворенням тепла при відповідному дихальному коефіцієнті і калоричному коефіцієнті. Тепловий коефіцієнт використаного кисню при окисненні білків, жирів і вуглеводів різний. Для його визначення використовують дихальний коефіцієнт (відношення між об’ємом виділеного вуглекислого газу і об’ємом поглиненого за той же час кисню). 156

Лабораторно-практичні роботи. Обмін речовин і енергії

Мета досліду: ознайомитись з принципом непрямої калориметрії. Засвоїти методику розрахунку енергії, виділеної з організму піддослідної тварини при окисненні різних поживних речовин, з урахуванням дихального і калоричного коефіцієнтів. Для роботи необхідно: кролик, вбирачі вологи (їдкий калій, концентрована сірчана кислота), респіратор (мішок Дугласа), газовий годинник, газоприймач, газоаналізатор, система приладів для роботи за методом Пашутіна, водоструминний насос, камера для малих тварин, гумові трубки, термометр. На рис. 87 наведено схему розміщення приладів: 1 — камера з твариною; 2, 6, 8 — посудини з сірчаною кислотою; 3, 7 — з їдким калієм; 4 — газовий годинник; 5 — посудина з водою; 9 — регулятор тяги повітря. Хід роботи. Необхідно визначити дихальний коефіцієнт (ДК) у кролика. Нагодовану тварину зважують і на певний час вміщують під скляний ковпак, з’єднаний гумовими трубками й посудинами з повітрям навколишнього середовища. Попередньо зважують банки з вбирачами СO2 й вологи. Повітря надходить під ковпак з твариною і двічі проходить через вбирачі (до вдиху й після видоху тварини). Вся система з’єднується газовим годинником з насосом, який вмикається і вимикається на початку і наприкінці досліду. Через дві години кількість видихуваного піддослідною твариною вуглекислого газу визначають за різницею в масі банок з їдким калієм до і після експерименту. Споживання кисню твариною (ДК) визначається опосередковано: від суми різниці мас банок з їдким калієм

Рис. 87

157


і сірчаною кислотою віднімають різницю мас тварини до і після досліду. Потім за табличними даними (з урахуванням ДК) знаходять калоричний коефіцієнт і вираховують енергетичні витрати на обмін речовин. Методом непрямої калориметрії визначають ДК вуглеводів, жирів і білків (табл. 13). Таблиця 13 Визначення дихального коефіцієнта за методом непрямої калориметрії Маса, г Умови досліду

Різниця в масі, г

до експерименту

після експерименту

Посудина з їдким калієм

250

256

8

Посудина з сірчаною кислотою

250

254

4

Кролик

500

496

4

Примітки. 1. За різницею мас посудини з їдким калієм до і після експерименту встановлюють кількість вуглекислого газу, виділеного тваринами. 2. Відніманням з суми різниць мас посудин з їдким калієм і сірчаною кислотою до і після експерименту різниці маси кролика до і після експерименту встановлюють кількість поглиненого кисню.

Для вуглеводів він дорівнює 1, для жирів — 0,7, для білків — 0,8. Наприклад, для вуглеводів

ДК 

CO2 6   1. O2 6

Уданому випадку при окисненні вуглеводів у закритій камері Бертло грам-молекула вуглеводу повністю окислюється за рахунок свого власного кисню: С6Н2О6 + 6О2 = 6СО2 + 6Н2О. Для жирів C57H110O6 + 81,5О2 = 57Н2О + 55Н2О; ДК = 0,7.

158


У молекулі жиру не вистачає кисню для повного окиснення його молекули, тому ДК окиснення жирів менше одиниці. Для білків ДК = 0,8. Приклад. За 1 хв корова спожила 1,886л кисню і виділила 1,716 л вуглекислого газу. Знайти ДК і визначити витрати енергії за 1 хв, 1 год й 1 добу (рис. 88).

Рис. 88 Рішення. Визначаємо ДК = 0,91. Знаходимо в таблиці калоричний коефіцієнт для даного ДК. Він дорівнює 4,936 ккал. Далі калоричний коефіцієнт множимо на кількість витраченого кисню й визначаємо кількість теплової енергії за 1 хв: 4,936  1,886 = 9,285 ккал. Потім визначаємо теплову енергію за 1 год й 1 добу. Для цього результат, одержаний для 1 хв, множать на 60, а потім ще на 24. Контрольні запитання 1. Суть методики непрямої калориметрії. 2. Що називається дихальним коефіцієнтом? 3. Як визначити дихальний коефіцієнт вуглеводів, жирів, білків? 4. Калоричний коефіцієнт та його застосування. 5. Чому дихальний коефіцієнт різний при окисленні білків, жирів, вуглеводів?

159


Робота 85. Вимірювання температури тіла в тварин У процесі обміну речовин в тканинах постійно утворюється тепло, яке надходить в навколишнє середовище. Таким шляхом забезпечується тепловий баланс в організмі тварин. Температура тіла теплокровних тварин підтримується на відносно постійному рівні, що має назву ізотермії. Теплоутворення відбувається в результаті безперервних реакцій, що проходять у живому організмі, в усіх його органах і тканинах. Найбільше тепла виділяється в м’язовій тканині, печінці, нирках. Втрата тепла органами і тканинами значною мірою залежить від місця їх перебування: поверхнево розміщені органи (шкіра, скелетні м’язи) віддають більше тепла й сильніше охолоджуються. В регуляції температури тіла у тварин беруть участь нервові та гуморальні механізми. Мета досліду: засвоїти методику термометрії в сільськогосподарських тварин. Визначити температуру тіла й окремих ділянок шкіри піддослідних тварин. Для роботи необхідно: тварини, 1%-й розчин фурациліну або 0,5%-й розчин карболової кислоти, вазелін, термометри (ветеринарні), електротермометри, хімічний стакан з дезинфікуючим розчином для термометрів, затискачі для фіксації термометра, вата. Хід роботи. Тварину надійно фіксують, зліва підходять до неї і лівою рукою відводять хвіст убік, а правою вводять в пряму кишку продезинфікований і змащений вазеліном термометр на 10 хв. Стовпчик ртуті термометра повинен знаходитися на рівні нижнього показ-

Рис. 89

160

Рис. 90


ника. Після вимірювання температури термометр очищають ватним тампоном, змоченим дезинфікуючим розчином. Для термометрії великих груп тварин використовують електротермометри (ТЕМП-60). Наконечник такого термометра попередньо обробляють дезинфікуючим розчином і вставляють в пряму кишку на 1–2 см. На шкалі термометра фіксується температура (рис. 89). Температуру поверхні шкіри (табл. 14) тварини вимірюють напівпровідниковим мікротермометром. Термощуп приладу прикладають до будь-якої ділянки поверхні шкіри (рис. 90, де зображено топографію температурних точок шкіри свині великої білої породи). Записати дані. Зробити висновки. Таблиця 14 Середня температура тіла й температура поверхні шкіри тварин, °С Температура тіла при вимірюванні в прямій кишці середня

коливання

Середня температура шкіри

Кінь

38,0

37,5–38,5

27,0–32,0

Корова

39,0

37,5–39,5

32,0–35,0

Вівця

40,0

38,0–41,0

26,2–30,0

Свиня

39,5

38,0–40,0

35,0–38,0

Кролик

39,0

38,5–39,5

32,0–36,0

Собака

38,5

37,5–39,0

26,2–28,7

Курка

41,0

40,3–41,7

—

Тварина

Контрольні запитання 1. Як виміряти температуру тіла в сільськогосподарських тварин? 2. Чим пояснити неоднаковий рівень температури на різних ділянках шкіри тварин? 3. Межі коливань нормальної температури в сільськогосподарських тварин. 4. Механізми теплорегуляції.

161


ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ФІЗІОЛОГІЯ ВИДІЛЕННЯ

У процесі обміну речовин в організмі накопичуються різні шкідливі продукти, які постійно виділяються з тканин і органів у довкілля. Значна частина продуктів кінцевого обміну речовин виводиться з сечею, яка утворюється в нирках. Дослідження складу й фізіологічних властивостей сечі дають необхідні відомості щодо обміну білків, жирів, вуглеводів і мінеральних сполук.

Робота 86. Одержання сечі в тварин Мета досліду: ознайомитись з методом одержання сечі. Для роботи необхідно: піддослідні тварини, дезинфікуючі розчини, стерильне вазелінове масло, станки для фіксації тварин, сечові катетери, сечоприймачі, мірні циліндри, хімічні стакани для збору сечі. Хід роботи. У корів збирають сечу в період ранкового сечовипускання. Протягом доби сечу в тварин збирають сечоприймачами з відвідними трубками, що фіксуються в ділянці сечопускного каналу (рис. 91, де а, б — пристосування для збору сечі відповідно в бика й кнура; 1 — брезентовий або гумовий сечоприймач з дротяним каркасом; 2 — вивідний шланг; 3 — фіксуючі ремінці). Для одержання сечі у визначений час використовують сечовий катетер. При цьому в сечовий міхур вводять стерильний ебонітовий катетер, розм’якшений

Рис. 91

162

Лабораторно-практичні роботи. Фізіологія виділення

в гарячій воді й змащений стерильним вазеліновим маслом. В коней сечу збирають у період самовільного сечовипускання, а також за допомогою стерильного катетера, який вводять через сечостатевий канал в сечовий міхур. У кожному випадку враховують кількість сечі. За потребою відбирають середню пробу сечі. Контрольні запитання 1. Значення нирок в процесі виділення кінцевих продуктів обміну. 2. Фази сечоутворення. 3. Фізичні й хімічні властивості сечі. 4. Добова кількість сечі в сільськогосподарських тварин. 5. Методи одержання сечі великої рогатої худоби і коней.

Робота 87. Визначення густини сечі Густина сечі характеризується співвідношенням води і розчинених в ній твердих складових частин. Вона залежить від виду тварини, кількості спожитої води, рівня діурезу, характеру корму, температури середовища, фізіологічного стану організму та вмісту в сечі сечовини. Мета досліду: визначити густину сечі, одержаної тварини. Для роботи необхідно: сеча тварини, мірний циліндр, вата, водяний термометр, урометр (рис. 92, де а — урометр; б — положення менісків: А–А1 — верхнього, Б– Б1 — нижнього; в — положення урометра в циліндрі). Хід роботи. В циліндр ємністю 100 мл наливають сечу, визначають її температуру й обережно занурюють в неї урометр по центру циліндра. Вимірювання проводять за нижнім меніском рідини на шкалі урометра. Густина сечі вимірюється при температурі 15°С. Якщо температура

Рис. 92

163


сечі буде нижчою, то необхідно відняти від показання шкали урометра число 0,001 на кожні три градуси, і навпаки, при температурі сечі вище 15°С слід до показання шкали урометра додати число 0,001 на кожні три градуси. Контрольні запитання 1. Від чого залежить густина сечі? Як її визначити? 2. Для чого вимірюється густина сечі?

Робота 88. Визначення реакції сечі Реакція сечі залежить від тварин, характеру корму: сеча травоїдних тварин в нормі лужна, всеїдних і м’ясоїдних — слабкокисла. Мета досліду: визначити реакцію сечі піддослідних тварин. Для роботи необхідно: сеча, спиртовий розчин бромтимолбляу, лимоннокислий натрій (порошок), 0,1%-й спиртовий розчин фенолфталеїну, 0,1 н. розчин їдкого натрію, 1%-й розчин алізариновокислого натрію, 0,1 н. розчин соляної кислоти, індикаторний папір, хімічні стакани ємністю 100 мл (4 шт.), лійки, фільтри, емальований кювет. Хід роботи. Реакцію сечі визначають індикаторним папіром. Набирають сечу в піпетку і змочують над кюветом смужку індикаторного паперу. Якщо синя лакмусова смужка почервоніє — сеча кислої реакції, а якщо червона посиніє — сеча лужної реакції. Реакцію сечі визначають й іншим методом: в пробірку з 2–3 мл сечі додають 1–2 краплі спиртового розчину бромтимолбляу. Жовте забарвлення свідчить про кислу реакцію сечі, а зелене — про лужну. Кількісне визначення кислотності сечі. В хімічний стакан наливають 25 мл профільтрованої сечі й додають 20 г порошку лимоннокислого натрію, вміст змішують, додають 2–3 краплі фенолфталеїну й титрують 0,1 н. розчином їдкого натрію до слаборожевого забарвлення. Кислотність визначають множенням витраченого на титрування об’єму 0,1 н. розчину їдкого натрію на 0,00365 (кількість соляної кислоти в грамах, що відповідає 1 мл 0,1 н. розчину їдкого натрію). Визначення лужності сечі. В хімічний стакан наливають 25 мл профільтрованої сечі й додають 3–4 краплі 1%-го розчину алі164


зариновокислого натрію, вміст стакана змішують і титрують 0,1 н. розчином соляної кислоти до жовтого кольору. Кількість витраченого розчину на титрування множать на коефіцієнт 0,004 (кількість їдкого натрію (в грамах), що відповідає 1 мл 0,1 н. розчину соляної кислоти), а одержаний добуток — на 4. Визначаємо лужність у 100 мл сечі. Контрольні запитання 1. Від яких факторів залежить реакція сечі в сільськогосподарських тварин? 2. Реакція сечі в різних видів сільськогосподарських тварин?

Робота 89. Визначення ацетонових тіл в сечі Важливим показником обмінних процесів в організмі тварин є ацетонові тіла, представники групи органічних сполук: ацетооцтова, В-оксимасляна кислота та ацетон. Ці сполуки є проміжними продуктами обміну речовин, в сечі їх знаходиться до 10 мг %. Значне підвищення їх кількості в сечі свідчить про порушення обміну речовин. Ацетонові тіла в підвищених концентраціях є токсичними речовинами для організму тварини. В малих концентраціях в організмі вони виступають як енергетичний матеріал. Мета досліду: визначити наявність ацетонових тіл в сечі здорових тварин. Для роботи необхідно: реактив Росса (1 г нітропрусиду натрію і 99 г сірчанокислого амонію), сеча, кристали їдкого натрію, фарфорова ступка, темна скляна банка для зберігання реактиву Росса, центрифужні пробірки, штатив. Хід роботи. В центрифужні пробірки вносять по 1 г готового реактиву Росса, 5 мл свіжоодержаної сечі та кілька кристалів їдкого натрію. Кожну пробірку ретельно струшують і залишають при кімнатній температурі на 5 хв. Результат досліду оцінюють за п’ятибальною системою Адлера, яка ґрунтується на зміні кольору вмісту пробірки:

165


+ — дуже слабке гвоздичне забарвлення з жовтизною; ++ — слабке пурпурне; +++ — помірне пурпурне; ++++ — темно-пурпурне прозоре; +++++ — темно-пурпурне непрозоре. Контрольні запитання 1. Що являють собою ацетонові тіла? 2. Характеристика методу визначення ацетонових тіл в сечі.

Робота 90. Визначення цукру в сечі При багатій на вуглеводи годівлі, а також при порушенні функції підшлункової залози і наднирників у сечі тварин з’являється цукор у вигляді глюкози. Мета досліду: визначити наявність цукру в сечі кози при годуванні її цукровим буряком. Для роботи необхідно: сеча, реактив Гайнеса (13,3 г хімічної чистої сірчанокислої міді, розчиненої в 400 мл дистильованої води; 50 г їдкого калію — в 400 мл дистильованої води; 15 г чистого гліцерину — в 200 мл дистильованої води; необхідно змішати перший і другий розчини, а потім до них додати третій), хімічні стакани, пробірки, штатив, спиртівка, сірники. Хід роботи. В пробірку наливають 3–4 мл реактиву Гайнеса і нагрівають його до кипіння, потім до рідини додають 8–10 крапель сечі й знову нагрівають до кипіння. При наявності цукру в сечі рідина набуває жовтого забарвлення з випаданням коричнево-червоного осаду закису міді. Контрольні запитання 1. Коли в тварин з’являється цукор в сечі? 2. Методика виявлення цукру в сечі.

166


Робота 91. Визначення білка в крові Білки є пластичними та енергетичними речовинами для організму тварини. Вони виконують захисну функцію, підтримують осмотичний тиск крові, міжклітинної рідини й лімфи, регулюють реакцію середовища, входять до складу різних гормонів і ферментів. Джерело білків для тварин — білки корму та інші сполуки, що містять азот. У тканинах організму постійно йде процес розпаду білків — дезамінування. Продукти розпаду білків: сечова кислота, сечовина, аміак, креатин, креатинін, пуринові основи — виводяться з організму нирками. При негативному азотному балансі в сечі тварин з’являється невикористаний організмом білок. Мета досліду: визначити білок в сечі піддослідної тварини. Для роботи необхідно: піддослідна тварина, сеча, 20%-й розчин сульфосаліцилової кислоти, штатив, пробірки, скляні лійки, фільтри, хімічні стакани ємністю 50 мл. Хід роботи. В пробірку наливають 5 мл профільтрованої сечі й додають 8 крапель 20%-го розчину сульфосаліцилової кислоти. При наявності білка сеча мутніє і в ній утворюються пластівці. Контрольні запитання 1. Роль білків у організмі тварин. 2. Методика визначення білка в сечі.

Робота 92. Спостереження за процесом сечовиділення в гострому досліді Мета досліду: вивчити діурез (сечовиділення), екскреторну функцію нирок на собаці в гострому досліді. Для роботи необхідно: собака, операційний столик, наркотична речовина, фізіологічний розчин, 15%-й розчин натрію хлориду, 20%-й розчин сечовини, індигокармін, пітуїтрин, адреналін, 10%-й розчин лимоннокислого натрію, набір хірургічних інструментів, шприц, хімічні стакани ємністю 100 мл, скляні зігнуті канюлі, гумові слухові трубки, пробірки, штатив. Хід роботи. Собаку під загальним наркозом фіксують на операційному столику черевом догори. Після підготовки операційного 167


поля розтинають черевну порожнину за білою лінією. В кожен сечовід вставляють канюлю в напрямку до нирок, фіксуючи їх лігатурою. На кінці канюль надівають гумову трубку. Для введення хімічних речовин, стимулюючих діурез, в стегнову зовнішню вену вставляють канюлю, яку заповнюють антикоагулянтом (10%-м розчином лимоннокислого натрію). На трубки канюль накладають затискачі. Після операції затискачі відкривають. Підраховують кількість крапель сечі, що виділяється з правого і лівого сечоводів протягом 5 хв. Потім через канюлю у вену вводять 250 мл фізіологічного розчину й знову підраховують кількість крапель сечі, що виділяється з обох сечоводів за 5 хв. Після зниження діурезу у вену вводять 50 мл 20%-го розчину сечовини й знову підраховують кількість крапель сечі. Для визначення часу й активності екскреції нирок внутрішньовенно вводять 10 мл 2–3%-го розчину індигокарміну. При цьому з сечоводів буде виділятися забарвлена в синій колір сеча, що засвідчує про екскреторну функцію нирок. Для порівняння вмісту фарби в сечі та крові попередньо готують водний розчин фарби, аналогічний за вмістом фарби в крові і заповнюють ним скляну трубочку. Розрахунок вмісту фарби в крові здійснюють шляхом визначення живої маси тварини і кількості введеної в кров фарби. Для вивчення інтенсивності сечоутворення піддослідному собаці вводять внутрішньовенно по 0,5 мл адреналіну та пітуїтрину в концентрації 1:1000. Зазначений розчин, що вміщує антидіуретичний гормон, приводить до швидкого зменшення діурезу. Щоб визначити вплив центральної нервової системи на діурез, собаці завдають механічних больових подразнень через шкіру під час сечовиділення. При цьому спостерігають спочатку зменшення, а потім припинення діурезу. Контрольні запитання 1. Процес утворення сечі. 2. Склад первинної і вторинної сечі. 3. Як впливають різні хімічні і фізичні фактори на сечовиділення? 4. В чому виявляється секреторна функція нирок?

168

Лабораторно-практичні роботи. Внутрішня секреція ЛАБОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ.

ВНУТРІШНЯ СЕКРЕЦІЯ Залозами внутрішньої секреції називають такі, які не мають вивідних проток і свої секрети (гормони) виділяють безпосередньо в кров. До них належать: гіпоталамус, щитовидна, прищитовидна, надниркові, гіпофіз, епіфіз, підшлункова, зобна і статеві залози. Статеві та підшлункова залози є мішаними — зовнішньої й внутрішньої, секреції. Для вивчення функції залоз внутрішньої секреції використовують методи екстирпації (видалення) і пересаджування залоз. Вплив статевих гормонів на виявлення вторинних статевих ознак найзручніше спостерігати на кастрованих півниках або курочках.

Робота 93. Видалення статевих залоз (кастрація) в півнів Мета досліду: прослідкувати за змінами вторинних статевих ознак в півнів після видалення статевих залоз. Для роботи необхідно: півники, курки 2,5–3-місячного віку, спиртовий розчин йоду, набір хірургічних інструментів, вата, розширювач. Хід роботи. Птиці до операції за 24–30 год не слід давати їсти й пити. Операцію проводять без наркозу. Півника фіксують руками в боковому положенні. Пір’я вискубують по лінії розрізу, місце операції обробляють спиртовим розчином йоду. Шкіру зміщують каудально-дорсально і роблять розріз довжиною 3–4 см по краю ребра або в останньому міжребер’ї. Рану розтягують розширювачем, кишечник зміщують вниз. Біля хребта видно нирки (темно-вишневого кольору), а спереду — їх сім’яники жовтого кольору бобоподібної форми. Сім’яник видаляють проволочною петлею або відкручують пінцетом. Після цього виймають розширювач, і рана сама закривається. Шви не накладають. Другий сім’яник видаляють з другого боку аналогічно першому. Яєчник в курки видаляють подібно видаленню сім’яника в півника. Операцію проводять тільки з лівого боку, оскільки в курки розвинутий тільки лівий яєчник. 169


Після кастрації півники поступово перетворюються на каплунів. У них втрачаються вторинні статеві ознаки. За формою тіла вони схожі на курей. Гребінь атрофується, зникає характерний голос, відсутні чоловічі статеві інстинкти, проте довге пір’я хвостата шпори залишаються. Це свідчить про те, що довге пір’я та шпори не залежать від чоловічого статевого гормону. Кастровані курочки набувають яскравого оперення, розвивається гребінь, виростають шпори. Контрольні запитання 1. Дайте характеристику залоз внутрішньої секреції. 2. Значення статевих залоз в організмі тварин.

Робота 94. Вплив адреналіну на зіницю ока Мета досліду: спостереження за зміною діаметра зіниці ока під дією адреналіну. Для роботи необхідно: кролик, жаба, фізіологічний розчин, розчин адреналіну 1:1000, набір хірургічних інструментів, два годинникових скла, піпетки, смужки міліметрового паперу. Хід роботи. Визначають діаметр зіниць обох очей кролика. Піпеткою закапують у праве око 2–3 краплі розчину адреналіну 1:1000. Через 15–20 хв вимірюють діаметр зіниці обох очей. Порівнюють. Переконуються в тому, що діаметр зіниці одного й другого ока різний. Оперативним шляхом видаляють у жаби очі. Кожне око кладуть на окреме годинникове скло. Переконуються в тому, що зіниці обох очей мають однаковий діаметр. На одне око капають 2–3 краплі розчину адреналіну 1:1000, друге око — контрольне. Через 15–20 хв спостерігають за ефектом. Вимірюють діаметр зіниці очей і порівнюють. Звертають увагу на те, що зіниця ока з адреналіном різко розширена. Контрольні запитання 1. Чому під впливом адреналіну розширюється зіниця ока? 2. Де утворюється гормон адреналін?

170

Лабораторно-практичні роботи. Внутрішня секреція

Робота 95. Вплив адреналіну і пітуїтрину на хроматофори Задня частина гіпофізу містить гормони окситоцин і вазопресин, які виробляються секреторними клітинами гіпоталамусу. Пітуїтрин — витяжка з середньої і задньої частини гіпофізу — містить, крім окситоцину та вазопресину, ще меланоцитостимулювальний гормон, який виробляється в середній частині гіпофізу. Мета досліду: спостереження за зміною забарвлення шкіри жаби під впливом адреналіну й пітуїтрину. Для роботи необхідно: жаби, розчин пітуїтрину 1:1000, розчин адреналіну 1:1000, шприці з голками, скляні ковпаки. Хід роботи. Колір шкіри в жаби залежить від розміру пігментних клітин — меланофор. Беруть трьох жаб однакового кольору. Одній жабі вводять під шкіру 0,5 мл пітуїтрину, другій — 0,5 мл адреналіну. Третя жаба залишається для контролю. Кожну жабу кладуть окремо під скляний ковпак. Через 40–50 хв порівнюють колір шкіри жаб. Гормон надниркових залоз — адреналін — викликає скорочення пігментних клітин шкіри жаби. Тому шкіра жаби під впливом адреналіну світлішає. Пітуїтрин, навпаки, розширює їх, внаслідок чого шкіра жаби темнішає. Контрольні запитання 1. Які гормони виділяє середня частина гіпофізу? 2. Механізм зміни кольору шкіри в жаби під впливом адреналіну та пітуїтрину.

Робота 96. Видалення гіпофізу в жаби Мета досліду: ознайомитися з методикою видалення гіпофізу в жаби та дослідити зміну кольору шкіри жаби після його видалення. Для роботи необхідно: дві жаби однакового кольору, набір хірургічних інструментів, шпильки, нитки, вата, коркова пластинка. Хід роботи. Одну жабу (контрольну) поміщають під скляний ковпак, а іншу фіксують на корковій пластинці черевцем догори. Пінцетами широко розкривають рот, розрізають слизову оболонку піднебіння і розширюють рану, поки не стане видно покривно-клиноподібну кістку хрестоподібної форми (рис. 93, а, 2, 3). 171


Під цією кісточкою 2 просвічується гіпофіз 1 розміром 1,5 мм рожевого кольору. Зрізають обережно кістку над гіпофізом, при цьому стає видно перехрестя зорових нервів 2 (рис. 93, б), гіпофіз видаляють, а рану зашивають. Жабу поміщають під скляний ковпак. Після операції жаба живе 2–3 дні. На другий день після проведеної операції спостерігають за зміною Рис. 93 кольору шкіри жаби, порівнюючи її з контрольною. Після операції шкіра жаби блідне завдяки скороченню пігментних клітин (меланофорів). Контрольні запитання 1. Як змінюється колір шкіри в жаби після видалення гіпофізу? 2. Які гормони виділяє середня частина гіпофізу, яке їх значення в організмі?

Робота 97. Вплив інсуліну на рівень цукру в крові Гормон інсуліну виділяється острівцями Лангерганса підшлункової залози. Під впливом цього гормону посилюється утворення глікогену з виноградного цукру. Інсулін посилює окислення вуглеводів. Мета досліду: спостереження за змінами у тварини при введенні підвищених доз інсуліну. Для роботи необхідно: кролик, інсулін, 30%-й розчин глюкози, фізіологічний розчин, шприці, голки. Хід роботи. Кролика витримують на голодній дієті 12–16 год. У вушну вену вводять інсулін з розрахунку 3–4 од. на 1 кг живої маси. Через 1,5–2 год після ін’єкції інсуліну в кролика спостерігається занепокоєння, підвищення температури, судороги. Якщо тварині не надати допомоги, вона може загинути. При появі судорог кролику 172


вводять у вушну вену 40 мл 30%-го розчину глюкози. Через 1–15 хв судороги зникають. Контрольні запитання 1. Як впливає на організм підвищена кількість інсуліну? 2. Які гормони виділяє підшлункова залоза?

Робота 98. Стимулювання линяння в курей препаратами щитовидної залози Після введення препаратів щитовидної залози в курей починається штучне линяння. Мета досліду: вивчити вплив гормонів щитовидної залози на линяння курей. Для роботи необхідно: кури, голуби, тиреоїдин, щитовидна залоза інших тварин, шприці, голки. Хід роботи. Курям і голубам згодовують один раз свіжу щитовидну залозу або її препарат в дозі 25–30 і 6–8 г. Щитовидну залозу можна замінити внутрішньом’язовим введенням тироксину в дозі 5–10 мг курям і 1,5–2 мг голубам. Через 7–10 днів у птахів настає линяння, через 3 тижні починає відростати нове пір’я. В кольорових курей відростає біле пір’я. Подібна картина спостерігається і в голубів. Контрольні запитання 1. Яка роль щитовидної залози в організмі тварин? 2. Гормони гіпоталамуса. 3. Які гормони виділяє щитовидна залоза?

173


Робота 99. Вплив щитовидної залози на розвиток пуголовків Мета досліду: довести, що метаморфоз пуголовків під дією щитовидної залози прискорюється. Для роботи необхідно: пуголовки, препарат щитовидної залози — тиреоїдин, питна сода, дві скляні банки ємністю 500 мл, терези. Хід роботи. В дві скляні банки наливають воду, кладуть потроху болотних рослин і в кожну з них пускають по 10 пуголовків. Одну банку залишають контрольною, а в дослідну додають 250 мг тиреоїдину. Кожен день необхідно міняти воду, додаючи в дослідну банку ту ж кількість тиреоїдину. Через 7–10 днів починають з’являтися ознаки метаморфозу (збільшення росту, поява спочатку передніх, а потім задніх кінцівок і, нарешті, зникнення хвоста). Пуголовок перетворюється на невелику жабу (10–12 мм), здатну дихати легенями. Метаморфоз пуголовків у контрольній банці відбувається повільніше. Контрольне запитання Фізіологічне значення гормонів щитовидної залози.

Робота 100. Вплив пітуїтрину на діурез Мета досліду: ознайомитися з впливом пітуїтрину на діурез. Для роботи необхідно: чотири білих щури або миші, 0,3%-й розчин NаСl, пітуїтрин (Р) в ампулах, шприц, голки, штатив для лійок, чотири великі скляні лійки з металевими сітками на широкій частині, терези. Хід роботи. Для досліду беруть чотирьох голодних білих мишей (щурів). Тварин зважують і вводять у черевну порожнину по 1,5 мл 0,3%-го розчину хлористого натрію (водяне навантаження). Двом дослідним мишам (щурам) вводять під шкіру пітуїтрин (Р) в дозі 0,02 МО на 1 г живої маси. Садять їх в окремі скляні лійки з сітками. Під них ставлять мірні стакани і збирають сечу протягом 2–3 год. Порівнюють діурез у тварин дослідної і контрольної груп. Контрольне запитання Як діє пітуїтрин на діурез? Фізіологічний механізм цієї дії.

174


Робота 101. Сперматозоїдна реакція Галлі–Майніні Мета досліду: з’ясувати вплив гонадотропінів на жаб-самців. Для роботи необхідно: дві жаби-самці, сеча вагітної жінки, фізіологічний розчин, шприц, голки, піпетки, предметні й покривні скельця, мікроскоп. Хід роботи. Для досліду відбирають двох самців озерної або зеленої жаби. Самці відрізняються від самки резонаторами (голосовими мішками) і наявністю великих мозолів першого пальця на передніх кінцівках. Беруть піпеткою в жаби-самця вміст з клоаки (рис. Рис. 94 94), наносять його на предметне скельце, накривають покривним і проводять дослідження на наявність сперматозоїдів. Переконуються в їх відсутності. Потім вводять в спинний лімфатичний мішок жаби-самця 4 мл досліджуваної сечі (попередньо профільтрованої і знезараженої ефіром). Реакцію проводять одночасно на двох жабах-самцях. Через 30 хв, 1, 2, 3 год після ін’єкції сечі беруть піпеткою клоачну рідину і досліджують під мікроскопом. Сперматозоїди в жаби-самця мають хаРис. 95 рактерну форму: вузька довга головка і довгий тоненький хвостик (рис. 95). Результат реакції вважається позитивним, якщо у вмісті клоаки виявлено сперматозоїди (їх буває дуже багато). Якщо через 3 год у вмісті клоаки не виявлено сперматозоїдів — реакція негативна. Точність даної реакції 85–99%. Контрольні запитання 1. Де утворюються гонадотропні гормони і яка їхня дія? 2. Які є чоловічі статеві гормони?

175


ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. РОЗМНОЖЕННЯ

Розмноження — складний фізіологічний процес, який являє собою одну з основних характерних властивостей живих істот, що забезпечує збереження виду. Хребетні тварини розмножуються тільки статевим шляхом, коли жіноча яйцеклітина запліднюється чоловічою статевою клітиною (злиття і взаємна асиміляція-дисиміляція гамет). Після запліднення з статевих клітин утворюється зигота, яка перетворюється незабаром на ембріон, а потім плід. Розмноження можливе тільки в статевозрілих тварин, коли статеві органи їх досягають цілковитого розвитку, а в статевих залозах починають вироблятися статеві клітини й гормони. У тварин виникає особлива форма поведінки, яка виявляється статевими рефлексами. Настає статева зрілість. З цього часу самець здатний вже запліднити самку, а вона — стати вагітною. Тому тварин слід розділити за статтю й утримувати групами (до настання статевої зрілості). Здатність до запліднення в самців зберігається до глибокої старості, а у самок втрачається в певному віці (клімактеричному): у кобили на 22–27-му році, корови — на 20–22-му, вівці й кози — на 8-му, собаки й кішки — на 10-му році.

Робота 102. Фази статевого циклу в гризунів Розрив зрілого фолікула і вихід з нього яйцеклітини зветься овуляцією. Цей процес повторюється через певний проміжок часу протягом року в самок, якщо вони не запліднені. Морфофункціональні зміни, які відбуваються в статевому апараті й у всьому організмі самки від однієї тічки до наступної, називають статевим циклом. Він складається з статевої активності (тічки) та статевого спокою. Статевий цикл триває в самок сільськогосподарських тварин 17–21 день. У самок лабораторних тварин цикл триває: 14–15 днів у морських свинок і 4–6 днів у миші й щура. Особливо значні змі176

Лабораторно-практичні роботи. Розмноження

ни відбуваються в статевих органах гризунів. Якщо приготувати мазок з піхвового слизу миші, то можна легко виділити чотири фази статевого циклу: перша фаза — міжтічкова (діеструм), друга — передтічкова (проеструм), третя — тічка (еструм), четверта — післятічкова (метоеструм). Тривалість окремих фаз статевого циклу залежить від віку тварин, годівлі, утримання, пори року. Мета досліду: визначити фази статевого циклу гризунів. Для роботи необхідно: самки білих мишей, фарба Гімзи–Романовського, фізіологічний розчин, мікроскоп, скляні палички, предметні скельця, спиртівка, фільтрувальний папір, вата. Хід роботи. Знежирюють предметне скельце. Роблять на ньому мазок з слизу миші. Мазок висушують на повітрі, фіксують над полум’ям спиртівки і вкривають фарбою Гімзи–Романовського протягом 5–10 хв. Потім мазок промивають під слабким струменем води й висушують. Приготовлений мазок розглядають під мікроскопом. Одержану картину порівнюють з рис. 96, де 1 — ядерні епітеліальРис. 96 ні клітини; 2 — слиз; 3 — лейкоцити; 4 — зроговілі епітеліальні клітини. Кожна фаза статевого циклу характеризується своєрідним клітинним складом: перша — в мазку на фоні слизу є багато лейкоцитів, а також зустрічаються ядерні епітеліальні клітини (рис. 96, а); друга — є тільки епітеліальні клітини (рис. 96, б); третя — присутні зроговілі без’ядерні клітини у вигляді лусочок (рис. 96, в); четверта фаза — спостерігаються невеликі тяжі слизу, ядерні та без’ядерні епітеліальні клітини (рис. 96, г). Встановлюють, якій фазі статевого циклу відповідає досліджуваний мазок. Контрольні запитання 1. Що таке статевий цикл та на які фази він поділяється? 2. Які морфологічні зміни проходять в статевій системі самки під час різних фаз статевого циклу?

177


Робота 103. Реєстрація скорочення матки в тварин Мета досліду: за допомогою різних методів зареєструвати скорочення матки, а також дослідити вплив окситоцину чи пітуїтрину на її скорочення. Для роботи необхідно: морська свинка, кролиця, вівця, кімограф, капсула Марея, гумовий балончик, окситоцин або пітуїтрин, розчин Рінгера, чорнило. Хід роботи. 1. Убивають морську свинку. Розтинають черевну стінку і знаходять матку. Перев’язують один ріг матки з двох кінців шовковою ниткою, вирізають його і вміщують в стакан з розчином Рінгера. Один кінець відрізка рогу матки прив’язують до вертикально зафіксованого скляного гачка, опущеного в розчин, а інший кінець з’єднують з важелем міографа. Стакан з розчином Рінгера й ізольованим рогом матки занурюють у водяну баню з температурою 37–38°С. Через розчин Рінгера пропускають свіже повітря за допомогою гумової груші. На кімографі записують автоматичні скорочення рогу матки. Спостереження за перистальтикою ведуть протягом 15–20 хв. Після цього додають по краплях в посудину окситоцин або пітуїтрин до виникнення більш активних рухів рогу й запис продовжують. Порівнюють криві реєстрації скорочень рогу матки і роблять висновок. 2. Через фістулу в розі матки кролиці вводять гумовий-балончик, який з’єднують з капсулою Марея. Записують скорочення рогу матки. Реєстрацію проводять протягом 10–15 хв. Після цього у вушну вену вводять кролиці 0,5 мл пітуїтрину або 1 МО окситоцину. Спостерігають, як через 2–3 хв збільшується амплітуда й число скорочень матки. Через 15–20 хв тонус матки повертається до початкового. Порівнюють криві реєстрації. 3. Через піхву вівці в матку вводять гумовий балончик. З’єднують його з капсулою Марея. Накачують в балончик повітря й записують на стрічці кімографа скорочення матки (гістерограму) протягом 15–20 хв. Після цього вводять вівці внутрішньовенно 0,8–1 мл пітуїтрину. Записують і спостерігають, як різко зростає амплітуда скорочень матки. Контрольні запитання 1. Як впливає окситоцин або пітуїтрин на скорочення матки в тварин? 2. Коли проявляє свою дію окситоцин?

178


Робота 104. Вивчення будови і рухів сперматозоїдів Сперма складається з чоловічих статевих клітин — сперматозоїдів, секрету придаткових статевих залоз і рідини, яка виробляється придатками сім’яників. Сперматозоїд — чоловіча статева клітина здатна рухатися самостійно. Ця клітина (рис. 97, а) складається з головки 1, шийки 2, тіла 3 і хвоста 4. Розміри і будова сперматозоїдів у різних тварин неоднакові (на рис. 97, б показано сперматозоїди Рис. 97 жеребця 1, віслюка 2, бугая 3, барана 4, козла 5, кнура 6, собаки 7, кота 8). Мета досліду: ознайомитися з мікроскопічною картиною сперми та оцінити її якість. Для роботи необхідно: сперма тварин різних видів, мікроскоп, зігрівальний столик Морозова, предметні й покривні скельця, піпетка, 1%-й розчин NaCl, спирт, дистильована вода, 1%-й розчин метиленової синьки, фільтрувальний папір. Хід роботи. 1. На предметне скельце наносять краплю сперми. Додають до неї краплю 1%-го розчину NaCl, змішують їх і накривають скельцем. Розглядають препарат під мікроскопом. Звертають увагу на розмір, форму та будову сперматозоїдів різних видів тварин. 2. На підігріте предметне скельце наносять краплю свіжої сперми, накривають покривним скельцем і розглядають препарат під мікроскопом при середньому збільшенні об’єктива в затемненому полі зору. Спостерігають за рухами сперматозоїдів. Сперматозоїди рухаються прямолінійно-поступально, коливально, манежно (по колу) головкою уперед. За 1 хв сперматозоїди жеребця пересуваються в середньому на 5, бугая і барана — на 4, кролика й собаки — на 2,6 мм. Сперматозоїди рухаються вперед не тільки за допомогою коливань хвоста, а й обертання навколо своєї поздовжньої осі. Оцінюють якість сперми за рухами сперматозоїдів, а також визначають густину сперми. Сперма густа, якщо все поле зору мікроскопа буде заповнено сперматозоїдами й між ними не буде проміжків (в 1 мл більше 1 млрд сперматозоїдів). Середня сперма має проміжки між сперматозоїдами (в 1 мл сперми від 0,4 до 1 млрд сперматозоїдів). Рідка сперма має 179


проміжки між сперматозоїдами більші, ніж їх довжина (в 1 мл менше 0,4 млрд). Сперму оцінюють за приблизною кількістю сперматозоїдів з прямолінійно-поступальним рухом (90% — 9 балів, 80% — 8 балів і т.д.). Можлива відсутність сперміїв в еякуляті — азоспермія, відсутність рухів сперміїв — некроспермія. Контрольні запитання 1. Яка будова сперматозоїда? 2. Які види рухів є у сперматозоїдів?

Робота 105. Підрахунок кількості сперматозоїдів Мета досліду: ознайомитися з методикою підрахунку кількості сперматозоїдів. Для роботи необхідно: сперма різних тварин, мікроскоп, лічильна сітка камери Горяєва, змішувач для еритроцитів, покривні скельця, 3%-й розчин NaCl, ефір, спирт, вата, марля. Хід роботи. У змішувач для еритроцитів до позначки 0,5 набирають сперму, а до позначки 101 — 3%-й розчин NaCl. При цьому сперму розбавляють у 200 раз. Змішують сперму з розчином. Потім, викинувши із змішувача 3–5 краплин, доторкуються кінчиком змішувача збоку до сітки лічильної камери, вкритої покривним скельцем. Треба, щоб скельце над нею щільно прилягало до бічних скляних смужечок камери, показуючи ньютонові кільця, а над сіткою не було бульбашок повітря: Лічильну камеру ставлять під мікроскоп і розглядають спочатку при малому збільшенні, а потім при великому. Сперматозоїди рахують в п’яти великих квадратах (80 маленьких), причому до квадратика відносять і ті сперматозоїди, що лежать на верхній і лівій його межі. Кількість сперматозоїдів визначають за формулою: Х = (HР  4000  1000)/80, де X — кількість сперматозоїдів у 1 мл, млрд; Н — кількість сперматозоїдів, нарахованих у 80 квадратиках; Р — розведення сперми; 4000 — коефіцієнт переведення в кубічні міліметри; 180


1000 — коефіцієнт переведення в мілілітри; 80 — кількість маленьких квадратиків. Сперматозоїди можна підрахувати за допомогою фотоелектрокалориметра, еритрогемометра. Контрольне запитання Скільки сперматозоїдів міститься в 1 мл сперми жеребця, кнура, бугая, барана?

Робота 106. Вивчення впливу різних факторів на сперматозоїди Мета досліду: вивчити фактори, які впливають на рух і життєздатність сперматозоїдів. Для роботи необхідно: сперма тварин, мікроскоп, зігрівальний столик Морозова, предметні й покривні скельця, піпетки, чашка з льодом, термометр, гаряча вода, 1–3%-й розчин NaCl, 5%-й розчин йоду, дистильована вода, вата, марлеві серветки. Хід роботи. 1. На предметне скельце наносять краплю сперми, накривають скельцем (роздавлена крапля) і розглядають під мікроскопом. Визначають активність сперматозоїдів. Після цього препарат кладуть на зігрівальний столик (t = 48–50°С). Спостерігають за рухами сперматозоїдів. Кладуть предметне скельце з краплею сперми на 1,5–2 хв на лід. Протерши ватою нижню частину предметного скельця, розглядають препарат під мікроскопом. Звертають увагу на активність сперматозоїдів. За різних температур активність сперматозоїдів буде неоднаковою. Роблять висновок. 2. На предметне скельце наносять чотири краплі сперми. До другої краплі додають дві краплі 1%-го розчину NaCl, до третьої — дві краплі 3%-го розчину NaCl, до четвертої — дві краплі дистильованої води. Всі чотири краплі накривають покривними скельцями і розглядають під мікроскопом. Звертають увагу на зміну активності та морфології сперматозоїдів. Роблять висновок. 3. На предметне скельце наносять краплю сперми і розглядають її під мікроскопом. До другої краплі сперми додають одну краплю 2%го розчину гідрокарбонату натрію. Накривши покривним скельцем, 181


розглядають під мікроскопом. До третьої краплі сперми додають краплю 0,5%-го розчину NaCl. Покривають скельцем і розглядають під мікроскопом. Навколо четвертої краплі сперми наносять 4%-й спиртовий розчин йоду і розглядають під мікроскопом. Порівнюють активність рухів сперматозоїдів. Роблять висновок. Контрольні запитання 1. Як впливає температура та рН середовища на життєдіяльність сперматозоїдів? 2. Як довго зберігають свою життєвість сперматозоїди в статевих органах самки?

Робота 107. Вплив гонадатропіну на функцію розмноження тварин Гонадотропні гормони виробляються передньою частиною гіпофізу. Вони регулюють ріст і розвиток фолікулів, утворення жовтих тіл. Багато гонадатропінів міститься в сироватці жеребних кобил (СЖК), особливо в 1,5–3 місяці жеребності. Мета досліду: встановити вплив гонадотропних гормонів гіпофізу на статеву функцію тварин. Для роботи необхідно: інфантильні білі миші, 10–15-денні курчата, СЖК, шприц, голки, набір хірургічних інструментів, терези. Хід роботи. Двом інфантильним білим мишам у віці 3–4 тижнів вводять підшкірно 0,5 мл СЖК, двом контрольним мишам — підшкірно 0,5 мл сироватки крові нежеребної кобили. Через 3–4 дні мишей вбивають, розтинають черевну порожнину й спостерігають за змінами, що відбулися в статевому апараті дослідних мишей (збільшення матки, її гіперемія, наявність великих фолікулів і жовтих тіл в яєчниках). Зважують матку та яєчники контрольних та дослідних тварин. Одній групі курчат у віці 10–15 днів вводять протягом 3–5 днів під шкіру по 0,2 мл СЖК, другій групі — по 0,2 мл фізіологічного розчину. Через п’ять днів у дослідній групі курчат помітно починає змінюватися колір і розмір гребеня, півники починають кукурікати. Після забою беруть сім’яники, зважують і порівнюють їхню масу в дослідній і контрольній групі. 182


Контрольне запитання Як впливають гонадотропні гормони на функцію розмноження тварин?

Робота 108. Визначення рН сперми Сперма (сім’я) містить близько 10% сухих речовин (білків, ліпідів, ферментів, фруктози, калію, натрію, хлору, фосфору та ряд мікроелементів). Виділення сперми з статевих органів самця називається еякуляцією, а кількість сперми, що виділяє самець за одне парування, — еякулятом. Об’єм еякуляту й його хімічний склад в різних видів тварин неоднакові. Сперма бугая і барана має нейтральну (рН 7,0) або слабкокислу реакцію (рН 6,7–6,9), кнура і жеребця — лужну (рН 7,2–7,6). Мета досліду: ознайомитися з електрометричним методом дослідження рН сперми. Для роботи необхідно: рН-метр ЛПУ-01, який дозволяє визначити реакцію досліджуваної рідини з точністю ±0,05, сперма свіжа і яка зберігалася кілька діб, піпетки, стакани, буферні розчини з різним рН, насичений розчин калію хлористого, дистильована вода, вата, марля. Хід роботи. Вмикають прилад в електромережу і дають йому прогрітися 5–7 хв. Налагоджують рН-метр на два буферні розчини — рН3,98 і 9,24. Потім старанно промивають електроди дистильованою водою. Наливають в стакан сперму. Кілька раз занурюють в неї обидва електроди (стандартний і контрольний), щоб вони повністю занурилися і видаляють вміст. Знову наливають в стакан досліджувану сперму, ставлять його у гніздо приладу і занурюють на дно стакану обидва електроди. Нажавши кнопку приладу, повертають рукоятку реохорду до того часу, поки стрілка гальванометра не стане на позначці «нуль». Потім за шкалою рН-метра визначають рН сперми. Після закінчення досліду прилад вимикають, електроди старанно промивають і залишають у стакані з дистильованою водою. Контрольне запитання Яке рН сперми в різних видів тварин?

183


ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ЛАКТАЦІЯ

Лактація — це складний фізіологічний процес утворення, накопичення і виділення молока з молочної залози тварин. В ньому беруть участь всі системи організму. Рівень молочної продуктивності тварин залежить не лише від молочної залози, а й від розвитку і діяльності всіх систем організму (травлення, серцево-судинної, дихальної, ендокринної та ін.). У продуктивних корів усі системи організму добре розвинені. Молоко утворюється в епітеліальних клітинах альвеол і найдрібніших молочних ходів з складових частин плазми крові — «попередників молока». Для синтезу 1 л молока через вим’я корови повинно пройти 400–500 л крові. Але складові частини не просто переходять з крові в молоко, а зазнають значних перетворень в залозистій тканині вим’я. Про це свідчить те, що в плазмі крові немає деяких постійних складових частин молока: білка — казеїногену, молочного цукру — лактози, а також молочного жиру. Молоко утворюється безперервно і накопичується в місткісній системі вим’я. Залежно від місця знаходження молока у вим’ї його умовно поділяють на цистернальне, альвеолярно-протокове і залишкове.

Робота 109. Отримання окремих частин молока Мета досліду: ознайомитися з методикою отримання окремих частин молока. Для роботи необхідно: лактуюча тварина (корова або коза), пітуїтрин, спирт, молочний катетер, мірний циліндр, посудини для молока, шприц з голкою, вата. Хід роботи. Лактуючу тварину фіксують в станку. Підмивають і насухо витирають вим’я. Дезинфікують кінчики дійок і обережно вводять в канал дійки стерильний катетер. Молоко витікає крізь катетер; збирають і вимірюють його об’єм (цистернальне молоко). 184

Лабораторно-практичні роботи. Лактація

Альвеолярно-протокове молоко одержують після видалення цистернального. Масажують молочну залозу і видоюють молоко з другої частки. Через катетер виділяється альвеолярно-протокове молоко. Вимірюють його об’єм. Залишкове молоко одержують після введення тварині внутрішньом’язово пітруїтину (корові — 15–18, козі, вівці — 3 од.). Після введення препарату молоко починає швидко витікати через катетер. Вимірюють його об’єм. Встановлюють співвідношення між цистернальною, альвеолярно-протоковою і залишковою порцією молока. Контрольні запитання 1. Де і з чого утворюється молоко? 2. Яку роль відіграє окситоцин в молоковіддачі?

Робота 110. Визначення внутрішньоцистернального тиску в лактуючої кози до і під час доїння Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення внутрішньоцистернального тиску в лактуючої тварини. Для роботи необхідно: лактуюча тварина (корова, коза, вівця), спирт, вазелін, ртутний або пружинний манометр з катетером і затискачем, вата. Хід роботи. Тварину фіксують в станку. Миють дійки, витирають їх насухо і кінчики протирають спиртом. Стерильний катетер змащують вазеліновим маслом і обережно вводять в канал однієї з дійок (рис. 98). Катетер 4 з’єднують гумовою трубкою 5 з манометром через трійник 6. Манометр складається з металевого футляра 1 (шкала від 0 до 70 мм рт. ст.), ручки 2 та відростка 3 для з’єднання з гумовою трубкою. На трубки 5 і 6 надівають затискачі 7 і 8. Рис. 98 185


Знімають затискач 7і вимірюють тиск у цистерні. Закривають затискач 7, відкривають затискач 8, визначають об’єм цистернального молока. Закривають затискач 8, відкривають затискач 7, видоюють молоко вручну з другої частки. Через 1–1,5 хв тиск в манометрі знову почне збільшуватися і через 2 хв досягне максимуму. Вимірюють тиск. Відкривають затискач 8, випускають молоко і вимірюють його об’єм (альвеолярна порція). Контрольні запитання 1. Як впливає тиск у вим’ї на утворення молока? 2. Чому після масажу молочної залози підвищується тиск в молочній цистерні?

Робота 111. Визначення ємності вим’я в корів Ємність вим’я у корів залежить від породи, віку, молочної продуктивності, кількості лактацій і тривалості лактаційного періоду. Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення ємності вим’я в корів. Для роботи необхідно: лактуюча корова, молокомір. Хід роботи. Ємність вим’я в корів краще визначати за другою або третьою лактацією. Тварину доять три рази на добу кілька днів підряд. Визначають розмір кожного надою. Для визначення ємності вим’я пропускають обіднє доїння і доять лише вранці та ввечері. Кількість молока, видоєного ввечері, характеризує ємність вим’я. Вона трохи менша, ніж обідній і вечірній надої разом взяті. Контрольні запитання 1. Від чого залежить ємність вим’я та для чого її визначають? 2. Яка середня ємність вим’я у корови?

186


Робота 112. Вироблення умовного рефлексу на виділення молока Мета досліду: ознайомитися з впливом умовних подразників на процес виділення молока. Для роботи необхідно: лактуюча тварина (корова, коза, вівця), фізіологічний розчин, пітуїтрин, спирт, катетер, шприц з голкою, дзвоник, мірний циліндр, посудина для молока, вата. Хід роботи. В лактуючої тварини виробляють умовний рефлекс на дзвоник. Як безумовний подразник використовують пітуїтрин. Після 10–15 повторень дзвоника з введенням пітуїтрину в дозі 0,04 мл на 1 кг живої маси у тварини виробляється умовний рефлекс. Якщо замість пітуїтрину тварині ввести підшкірно фізіологічний розчин через 3–5 с після дзвоника, то спостерігається посилення виділення молока. Контрольне запитання Значення умовних рефлексів у процесах молоковіддачі.

Робота 113. Визначення швидкості молоковіддачі Виділення молока в корів при доїнні відбувається протягом 5–7 хв. У деяких корів цей час збільшується, що пов’язано з продуктивністю, періодом лактації, віком тварин та ін. Мета досліду: визначити час молоковіддачі в корів різного віку і рівня продуктивності. Для роботи необхідно: корови різного віку й продуктивності, мірні посудини, секундомір, рушник, тепла вода. Хід роботи. Миють вим’я теплою водою, витирають і роблять масаж. Відмічають початок і кінець доїння ручним або машинним методом. Молоко збирають в мірну посудину і визначають, скільки його виділилося за 1 хв і весь час при повному видоюванні. За допомогою апарата «Імпульс» можна визначити швидкість молоковіддачі одночасно з всіх частин вим’я корови. Результати порівнюють і аналізують, а тварин розділяють на групи за швидкістю моловіддачі. Контрольні запитання 1. У яких випадках визначають швидкість молоковіддачі? 2. Від чого залежить швидкість молоковіддачі?

187


Робота 114. Визначення фізичних властивостей молока Для дослідження проби молоко відбирають після першого доїння в стерильні пляшки або пробірки. Відразу ж після взяття проб, його досліджують, а якщо цього зробити не можна, то консервують хімічними речовинами (перекисом водню — 2–3 краплі на 100 мл молока), двохромовокислим калієм — 1–2 мл 10%-го розчину на таку ж кількість молока. Можна зберігати молоко при температурі 0–6°С не більше 4–6 год. Органолептично визначають колір, запах, смак і консистенцію молока. Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення фізичних властивостей молока. Для роботи необхідно: досліджуване молоко, циліндри, спиртівка, стаканчики ємністю 50 мл. Хід роботи. Наливають досліджуване молоко в циліндр прозорого скла і визначають його колір. В здорових корів колір молока білий або жовтуватий. Жовтуватий відтінок зумовлений наявністю в молоці каротину та ліпохромів молочного жиру. Жовтий відтінок молока буває в корів, хворих на гемоспоридіоз, туберкульоз вим’я, жовтяницю тощо. Синій або голубий колір молока спостерігається при маститах. Переливають молоко з одного циліндра в інший і визначають його запах. Запах молока приємний, специфічний. При недотриманні ветеринарно-санітарних правил зберігання молока, а також при деяких захворюваннях запах може змінюватись. Запах ацетону спостерігається при ацетонемії корів, а запах аміаку — при наявності в молоці мікробів з групи кишкової палички. Наливають у хімічний стакан 10 мл молока і підігрівають його до температури 30–35°С. Визначають смак молока. Він звичайно солодкуватий. Солонуватий смак молока може бути в разі домішок молозива, запаленні вим’я різного походження. Гірке молоко буває в корів при поїданні деяких рослин (полину, цибулі, польової гірчиці) та від деяких лікарських речовин (камфорної олії, сабуру та ін.). Переливають молоко з однієї посудини в іншу і визначають його консистенцію. В здорових тварин молоко рідке, а при запальних процесах вим’я — тягуче, внаслідок наявності в ньому слизу, мікробів, злущених клітин епітелію молочної цистерни та молочних ходів. У 188


разі катарального маститу молоко водянисте, а за інших його форм — сироподібне. Контрольні запитання 1. З якою метою визначають фізичні властивості молока? 2. Які показники можна визначити органолептично?

Робота 115. Спостереженая за жировими кульками молока під мікроскопом Молочний жир складається з ефірів гліцерину та жирних кислот. Близько 30 жирних кислот може бути в молочному жирі. Жир міститься в молоці у вигляді емульсії (краплин) — у свіжому, або у вигляді суспензії (жирових кульок) — в охолодженому. Молочні кульки діаметром від 2 до 3,5 мкм, оточені білковою оболонкою. В 1 мл молока їх може бути до 3,5 млрд. Після центрифугування або якщо молоко постоїть, молочні кульки, маючи густину, меншу за густину молока, перемішуються вгору і утворюють вершки. При скисанні молока верхній жировий шар буде теж кислий (сметана). Мета досліду: з’ясувати, в якому фізичному стані (емульсії або суспензії) міститься жир в молоці. Для роботи необхідно: молоко цистернальне, альвеолярно-протокове і залишкове, дистильована вода, мікроскоп, піпетки, стаканчики ємністю 50 мл, предметні й покривні скельця, скляні палички, камера Горяєва, мірні колби ємністю 50 і 250 мл. Хід роботи. Беруть три мірні колби ємністю 50 мл. В колбу № 1 наливають 1 мл цистернального молока, в колбу № 2 — альвеолярно-протокового, в колбу № 3 — залишкового. Вміст колб доповнюють дистильованою водою до позначки і змішують. Краплю розведеного молока наносять на предметне скельце, накривають покривним і розглядають під мікроскопом. Звертають увагу на кількість і розмір жирових кульок в кожній досліджуваній краплі (рис. 99). Рис. 99 189


Найбільше жирових кульок міститься в залишкових порціях молока і найменше — в цистернальному молоці, розмір кульок 0,5–20 мкм. 1 мл добре змішаного молока вносять в мірну колбу ємністю 250 мл. Доводять вміст колби дистильованою водою до позначки і старанно змішують. Наносять краплю розведеного молока на поверхню лічильної камери Горяєва і проводять підрахунок жирових кульок молока за тією ж методикою, що й еритроцитів крові. Контрольні запитання 1. В якому вигляді міститься жир в молоці? 2. В яких порціях молока буде найбільше жирових кульок?

Робота 116. Визначення процента жиру в молоці Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення жиру в молоці. Для роботи необхідно: молоко, сірчана кислота (густина 1,81–1,82), ізоаміловий спирт, мірний циліндр ємністю 10 мл, піпетки-автомати ємністю 1 і 11 мл, штатив, бутирометри, водяна баня, центрифуга. Хід роботи: Беруть два бутирометри (рис. 100). В кожний, дотримуючись зазначеної послідовності, наливають 10 мл сірчаної кислоти, 10,77 мл молока, 1 мл ізоамілового спирту. Щільно закривають бутирометр гумовою пробкою і обережно змішують вміст (притримуючи пробку). Після цього вмішують бутирометри на 3–5 хв у водяну баню (температура 56°С), потім у патрони центрифуги і центрифугують 5 хв при 1000 хв–1. Переносять бутирометри у водяну баню (пробками вниз) на 3–5 хв при температурі 65°С. Витягують бутирометри, протирають і за шкалою визначають процент жиру в молоці. Рис. 100

190

Контрольне запитання Яка жирність молока в різних видів тварин?


Робота 117. Визначення кислотності молока Кислотність свіжого молока зумовлена наявністю в ньому фосфорнокислих, лимоннокислих солей і розчиненої вуглекислоти, а також кислотним характером казеїну. Кислотність молока виражається в градусах Тернера (°Т). Під умовним градусом розуміють кількість мілілітрів 0,1 н. розчину їдкого натрію, яка необхідна для нейтралізації 100 мл молока. Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення кислотності молока. Для роботи необхідно: 0,1 н. розчин їдкого натрію, 0,1%-й розчин фенолфталеїну, колби ємністю 50–100 мл, піпетки, бюретки. Хід роботи. У колбу наливають 10 мл молока, 20 мл дистильованої води і 2–3 краплі 0,1%-го розчину фенолфталеїну. Старанно перемішують вміст колби і титрують 0,1 н. розчином їдкого натрію до появи слаборожевого забарвлення, яке не зникає протягом 2 хв. Кількість їдкого натрію, яка пішла на титрування 10 мл молока, перемножують на 10 (перерахунок на 100). Це й буде кислотність молока в градусах Тернера: Кислотність свіжого молока корови складає 15–18; що постояло, — 20–22; те, що не зсілося, але зсідається при кип’ятінні — 24–26°Т. Контрольні запитання 1. З якою, метою визначають кислотність молока? 2. Що розуміють під 1° кислотності?

Робота 118. Визначення густини молока Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення густини молока. Для роботи необхідно: порції досліджуваного молока, молочний ареометр (лактоденсиметр), циліндр ємністю 200 мл. Хід роботи. Перемішують молоко і обережно наливають у циліндр по його стінці так, щоб не було піни. Молока наливають у циліндр на 3/4 його об’єму. Чистий, сухий лактоденсиметр занурюють у циліндр з молоком, щоб він не торкався стінок. Через 2–3 хв визначають число 191


на місці стикання молока з поділками лактоденсиметра за верхнім краєм меніска (рис. 101, де 1 — шкала термометра; 2 — ареометра). Звертають увагу на температуру досліджуваного молока й температуру, на яку розрахований лактоденсиметр. Якщо вони відповідають одна одній (20°С), то одержаний показник прямо характеризує густину досліджуваного молока. Якщо ж температура досліджуваного молока вища або, нижча 20°С, то робиться поправка на різницю температур. На кожний градус різниці в температурі вносять поправку до показника лактоденсиметра, яка дорівнює 0,0002. Якщо температура молока нижча 20°С, то число 0,0002 перемножують на різницю температур і добуток віднімають від показника лактоденсиметра; у разі, якщо температура вища 20°С, добуток додають до показника лактоденсиметра.

Рис. 101

Приклад. За лактоденсиметром густина молока 1,030. Температура молока 17°С. Визначаємо температурну різницю: 20 — 17 = 3°С.

Робимо поправку на температуру: 0,0002  3 = 0,0006. Показання лактоденсиметра з поправкою на температуру: 1,030 — 0,0006 = 1,0294. Густина молока — 1,0294. Доброякісне молоко корови має густину 1,028–1,033. Контрольні запитання 1. З якою метою визначають густину молока? 2. Як визначити густину молока?

192

Лабораторно-практичні роботи. Фізіологія м’язів і нервів

ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ФІЗІОЛОГІЯ М’ЯЗІВ І НЕРВІВ

Нервова, м’язова та залозиста тканини, крім подразливості, мають також збудливість. Збуджуючись, нервова тканина проводить імпульси, м’язова скорочується, а залозиста виділяє секрет. У лабораторних умовах процеси збудження вивчаються на нервово-м’язовому препараті жаби.

Робота 119. Виготовлення нервово-м’язового препарату Мета досліду: ознайомитися з технікою виготовлення препарату. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин хлористого натрію, емальований тазик, коркова пластинка, ножиці анатомічні та очні, хірургічний та анатомічний пінцети, скляний гачок, металевий зонд, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Лівою рукою фіксують жабу, а правою вставляють їй в ротову порожнину браншу анатомічних ножиць і здійснюють декапітацію (відрізають верхню щелепу за очима). Вводять у хребтовий канал зонд і коловими рухами руйнують спинний мозок. Тримаючи жабу головою вниз, перерізають її навпіл на 1 см уперед від тазових кісток. Очищають задню частину тулуба від рештки нутрощів. Однією рукою фіксують край хребта, а іншою — край шкіри з боку спини і швидким рухом здирають шкіру із задніх кінцівок (рис. 102), вилучають куприкову кістку. Препарат кладуть на коркову пластинку, змочену 0,6%-м розчином хлористого натрію. На дорсальній поверхні стегна в борозні між двоголовим та напівперетинчастим м’язами знаходять сідничний нерв Рис. 102 193


Рис. 104

і відокремлюють його від близьких тканин, а стегно перерізають посередині. На рис. 103 показано дорсальну поверхРис. 103 ню задньої кінцівки жаби: оголений сідничний нерв; гачком відсунутий вгору двоголовий м’яз стегна, а вниз — наппівперетинчастий м’яз; 1 — литковий м’яз; 2 — передній великогомілковий м’яз. Піднявши кінцівку, сідничний нерв обережно відпрепаровують очними ножицями до хребта. Кінець хребта перерізають вздовж і впоперек, відділяючи його від тазових кісток. Нерв з залишком невеличкого шматочка хребта перекидають на гомілку, після чого навколо стегна обрізають м’які тканини. Так готується нервово-м’язовий препарат у вигляді реоскопічної лапки, коли за скороченням м’язів спостерігають без Рис. 105 приладів (рис. 104, де 1 — сідничний нерв; 2 — стегнова кістка; 3 — гомілка; 4 — лапка; 5 — залишок хребта). Якщо скорочення м’язів необхідно записати на кімографі, готують класичний нервово-м’язовий препарат (рис. 105), який складається з сідничного нерва 2, литкового м’яза 3, частини стегнової кістки 1 та задишка хребта 5. Для цього ахіллів сухожилок 4 литкового м’яза реоскопічної лапки захоплюють пінцетом і ножицями підрізають на п’ятковому бугрі. Литковий м’яз відділяють від тканин, а гомілку й стопу вилучають, перерізаючи гомілкову кістку нижче колінного суглоба. Готувати препарат потрібно швидко, не торкаючись нерва пальцями та металевими предметами (ножицями, пінцетом). Щоб препа194


рат не висихав, його потрібно періодично зволожувати 0,6%-м розчином хлористого натрію. Контрольні запитання 1. Як готується нервово-м’язовий препарат у вигляді реоскопічної лапки? 2. З чого складається класичний нервово-м’язовий препарат?

Робота 120. Вплив різних подразників на нервово-м’язовий препарат Мета досліду: ознайомитись з дією подразників на нервово-м’язовий препарат. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NaCl, дрібні кристалики NaCl, набір для препарування, штатив, спиртівка, індукційний апарат, акумулятор або випрямляч, ключ Дюбуа, піпетка очна. Хід роботи. Готують реоскопічну лапку і фіксують на штативі. Нерв подразнюють механічно, стискуючи анатомічним пінцетом, підігрітим на спиртівці металевим зондом, кристаликами NaCl, електричним струмом. Звертають увагу на швидкість виникнення збудження та дію хімічного подразника (NaCl) та електричного струму. Контрольні запитання 1. Що таке подразнення, подразливість, збудливість і збудження? 2. Специфічні та неспецифічні ознаки збудження. 3. Розподіл подразників за їхнім походженням і біологічним значенням. 4. Перевага електричного струму порівняно з іншими подразниками.

Робота 121. Пряме і непряме подразнення м’яза Мета досліду: встановити різницю між прямим і непрямим подразненням м’яза і порівняти його реакцію на подразнення. Для роботи необхідно: жаба, набір для препарування, штатив, міограф, кімограф, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, металеві електроди, ключ Дюбуа. 195


Хід роботи. Готують класичний нервово-м’язовий препарат і фіксують його на міографі, закріпленому на штативі. Ахіллів сухожилок з’єднують з реєструючим важелем. Під сідничний нерв підводять електроди вторинної обмотки індукційного апарата і, підібравши середню силу струму, вмикають і вимикають ключем струм. Відбувається скорочення литкового м’яза (непряме подразнення). Електроди швидко переносять до литкового м’яза і діють електричним подразником (пряме подразнення). Контрольні запитання 1. Умови виникнення збудження в м’язі. 2. Що таке пряме і непряме подразнення м’яза? 3. При якому з двох подразнень скорочення м’яза буде більшим і чому?

Робота 122. Визначення порога збудливості Мета досліду: встановити поріг збудливості сідничного нерва в жаби. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, ключ Дюбуа, електроди, штатив. Хід роботи. Готують реоскопічну лапку і фіксують на штативі. Складають коло для подразнення препарату поодиноким індукційним ударом. Вторинну котушку максимально віддаляють від первинної. Підвівши електроди під нерв, котушки поступово наближають, одночасно вмикаючи та вимикаючи ключем електричний струм. Мінімальна сила подразника, яка викликає найменший відповідний ефект, і буде порогом збудливості. Спочатку встановлюють поріг збудливості на вмикальні удари електричного струму, а потім — на вимикальні. Віддаль між котушками індукційного приладу в сантиметрах відображує поріг збудливості. Збудливість тієї чи іншої тканини визначається за порогом подразнення — найменшою силою подразника, здатною викликати збудження. Чим нижча порогова сила подразника, тим вища збудливість, і навпаки.

196


Контрольні запитання 1. Що таке корисний час? 2. Що називають реобазою і хронаксією? 3. Що називають порогом збудливості?

Робота 123. Поодиноке скорочення нестомленого і стомленого м’яза Мета досліду: вивчити особливості скорочення нестомленого і стомленого м’яза. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NаСl, набір інструментів для препарування, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, електроди, ключ Дюбуа, кімограф, міограф, відмітчик часу, електрокамертон, марлева серветка, очна піпетка, шпильки. Хід роботи. З метою економії часу готують нервово-м’язовий препарат, не перерізаючи хребет і не видаляючи нутрощі жаби. Після декапітації та руйнування спинного мозку роблять лінійний розріз шкіри на дорсальній поверхні гомілки і стегна правої ніжки. Відпрепаровують сідничний нерв, беруть його на лігатуру і занурюють між м’язами. Потім на цій же кінцівці підрізають ахіллів сухожилок і відділяють литковий м’яз від сусідніх тканин. Шпильками препарат фіксують на міографі. Сухожилок литкового м’яза з’єднують з важелем міографа, до якого підвішують вантаж 5–10 г. Під нерв підводять електроди індукційного апарата, який під’єднують до джерела струму без переривача, щоб отримати поодинокі індукційні удари. Потім до цього ж кола приєднують відмітчик часу. Електромагнітний камертон вмикають в окреме електричне коло. Пера міографа, відмітчика часу і камертона приводять в контакт із закопченою стрілкою кімографа по одній вертикалі. Індукційні котушки встановлюють на такій відстані одна від одної, щоб при замиканні або розмиканні струму отримати максимальне скорочення м’яза. Для швидкого обертання циліндра кімографа останній відділяють від фрикційної передачі підняттям догори нижнього гвинта. Рукою запускають кімограф на велику швидкість. Потім вмикають електрокамертон і замикають коло індукційного апарата. Камертон записує на барабані хвилеподібну криву. Одна хвиля дорівнює 0,01 с. Відмітчик часу реєструє початок і 197


тривалість подразнення, а перо міографа записує криву поодинокого скорочення м’яза (рис. 106). Аналізуючи криву поодинокого скорочення відмічають: а — латентний період — від моменту подразнення до початРис. 106 ку скорочення м’яза (0,01 с); б — період скорочення — від початку скорочення до його максимуму (0,04 с); в — період розслаблення від кінця скорочення до кінця розслаблення м’яза (0,05 с); г – дія еластичних волокон. Тривалість поодинокого скорочення 0,1 с. Подразнюють литковий м’яз індукційним струмом до його утоми, після чого записують поодиноке скорочення. Порівнюють криву поодинокого скорочення нестомленого та стомленого м’яза. Стомлення м’яза супроводжується збільшенням латентного періоду, зменшенням висоти скорочення, подовженням періоду скорочення і розслаблення. Контрольні запитання 1. Що таке латентний період? 2. Динаміка зміни збудливості м’яза в момент його скорочення. 3. Поняття про абсолютну та відносну рефрактерність.

Робота 124. Тетанічне скорочення м’яза Мета досліду: вивчити вплив частоти подразнень на характер скорочення м’язів. Для роботи необхідно: все те, що і для отримання поодинокого скорочення м’яза (за винятком електрокамертона). Хід роботи. Готують нервово-м’язовий препарат і фіксують, його на міографі (див. роботу 123). Під сідничний нерв підводимо, електроди індукційної котушки. Складаємо коло для отримання поодиноких індукційних ударів. Сюди ж вмикаємо відмітчик часу. Наближаючи котушки індукційного апарата, вибираємо максимальну силу струму. Годинниковий механізм барабана кімографа приводимо в рух. Одночасно ритмічно, з інтервалом 0,5–1 с замикаємо і розмикаємо первинне коло. На закопченій стрічці кімографа записуємо криві 1 (рис. 107) 198


поодиноких скорочень. Замикають і розмикають коло з частотою 10–15 с–1. Одержують зубчастий, або неповний тетанус 2. Індукційний апарат під’єднують до джерела струму через переривач, а барабан кімографа пускають з більшою швидкістю. ПодразРис. 107 нення м’яза протягом кількох секунд при замкненому колі дасть гладенький, або повний тетанус 3. Зверніть увагу, що криві тетанічного скорочення вищі за криві поодиноких скорочень. Контрольні запитання 1. Які скорочення м’язів називають тетанічними? 2. Коли настає поодиноке, а коли тетанічне скорочення м’яза? 3. Які скорочення м’язів виникають в організмі тварини і людини?

Робота 125. Еластичні та пластичні властивості м’язів Мета досліду: ознайомитись з еластичністю та пластичністю м’язової тканини. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NaCl, набір інструментів для препарування, міограф, кімограф, штатив, набір тягарців 10, 20, 50 г, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Готують препарат литкового м’яза жаби і закріплюють на міографі. Сполучивши сухожилок м’яза з важелем міографа, записують на закопченій стрічці кімографа пряму лінію довжиною в 1 см. Потім до важеля Рис. 108 міографа почергово підвішують тягарці (20, 40, 60 г) і записують довжину м’яза. Отримують криву розтягання м’яза у вигляді драбини (рис. 108), де цифрами позначено масу підвішуваного вантажу. Зменшують навантаження в зворотній послідовності й записують криву скорочення м’яза, яка підтверджує його еластичність (здатність м’яза повертатись після розтягування до попередньої довжини). Для визначення вихідного стану м’яза проводять лінію, 199


повертаючи циліндр кімографа на 360°. Розміщення лінії нижче початкової позначки свідчить про пластичні властивості м’яза. Контрольні запитання 1. Особливості будови поперечно-смугастих та гладеньких м’язів. 2. Перелічити властивості м’язів. 3. В яких м’язах (червоних, білих) найбільш виражені еластичні та пластичні властивості?

Робота 126. Вплив навантаження на роботу м’яза Мета досліду: визначити залежність роботи м’яза від навантаження. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NаСl, набір інструментів для препарування, штатив, кімограф, міограф, індукційний апарат, акумулятор або випрямляч, електроди, ключ Дюбуа, циркуль, лінійка, олівець, марлева серветка, піпетка очна, набір тягарців. Хід роботи. Готують нервово-м’язовий препарат (див. роботу 123) і фіксують його на міографі. Сухожилок з’єднують з важелем, якому за допомогою підпірки надають горизонтального положення. До важеля підвішують тягарець 10 г і подразнюють сідничний нерв індукційним струмом максимальної сили. Скорочуючись, м’яз записує висоту підняття вантажу. Далі циліндр кімографа щоразу пересувають на 5–10 мм, записуючи скорочення м’яза при поступовому збільшенні вантажу. Сила струму при цьому залишається постійною. Олівцем відмічають масу вантажу внизу кривої м’язового скорочення. Дослід продовжують до того часу, поки м’яз не зможе підняти вантаж. Вимірявши висоту підняття вантажу, вираховують роботу м’яза в грам-міліметрах. Результати заносять в табл. 15. Таблиця 15 Залежність виконаної роботи від навантаження Номер вимірювання

Р, г

H, мм

А = РН, г мм

1 2 ...

10 20 ...

15 20 ...

200 300 ...

200


Аналіз отриманих даних свідчить про те, що найбільшу роботу м’яз виконує при середньому навантаженні. Усувають підпірку важеля і повторюють дослід з подразненням м’яза при великих навантаженнях. Робота м’яза, розтягнутого вантажем, значно збільшується. Контрольні запитання 1. Від чого залежить значення м’язової роботи? 2. Хімічні процеси в м’язі при його збудженні.

Робота 127. Динамометрія Мета досліду: ознайомитися з методикою визначення сили м’язів людини. Для роботи необхідно: ручний і становий динамометри. Хід роботи. Взявши в руку ручний динамометр (рис. 109), максимально стискають пружину останнього, після чого відмічають, на якому числі внутрішньої шкали зупинилася стрілка. Це число і покаже силу м’язів однієї руки в кілограмах. Силу обох рук визначають шляхом розтягування пружини. Показником цієї сили буде стрілка зовнішньої шкали динамометра.

Рис. 109

Розтягуючи пружину станового динамометра (рис. 110), встановлюють максимальну масу, яку може підняти людина.

201


Контрольні запитання 1. Що таке динамометрія? 2. Абсолютна сила м’яза.

Робота 128. Локалізація втомлення

Рис. 110

Мета досліду: встановити, де первісно в нервово-м’язовому препараті виникає втома. Для роботи необхідно: монтажна установка для запису кривої поодинокого скорочення м’яза. Хід роботи. Індукційним струмом подразнюють сідничний нерв доти, поки литковий м’яз не перестане скорочуватись. Після цього електроди переносять на м’яз. При безпосередньому подразненні м’яз знову починає скорочуватись. Аналізують результати дослідження і визначають місце виникнення втоми. Контрольні запитання

1. Що таке втома? 2. Теорії втоми. 3. Синапси та їхня будова.

Робота 129. Перший дослід Гальвані Мета досліду: відтворити дослід Гальвані з металом. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, штатив, мідний гачок, з’єднані між собою мідна й цинкова пластинка або пінцет Гальвані. Хід роботи. Після декапітації в жаби видаляють нутрощі й перерізають її навпіл. Знявши із задньої частини тіла шкіру, під 7–10-й спинномозкові нерви підводять мідний гачок, яким препарат підвішують до мідної пластинки, закріпленої разом з цинковою на штативі. Дотикаючись до цинкової пластинки, лапки скорочуються. Таке ж 202


Рис. 111

скорочення лапок можна спостерігати й за допомогою гальванічного пінцета. На рис. 111, а показано задні кінцівки жаб без шкіри, коли до сідничного нерва підведений мідний кінець гальванічного пінцета, на рис. 111, б — скорочення м’язів задніх кінцівок в момент дотикання лапки до цинкового кінця пінцета. Контрольні запитання 1. Як пояснював скорочення лапок жаби в першому досліді Гальвані фізик Вольта? 2. Якими явищами супроводжуються збудження в тканинах?

Робота 130. Другий дослід Гальвані Мета досліду: відтворити дослід Гальвані без металу. Для роботи необхідно: жаба і набір інструментів для препарування. Хід роботи. З однієї кінцівки готують реоскопічну лапку, а другу перерізають навпіл в ділянці стегна. Сідничний нерв препарату накидають одночасно на пошкоджену (перерізану) і непошкоджену частини лапки (рис. 112, відповідно 1 і 2). В момент накидання нерва спостерігають скорочення лапки.

203


Рис. 112 Контрольні запитання 1. Причина скорочення м’яза в другому досліді Гальвані. 2. Дайте характеристику біострумів спокою, пошкодження та дії.

Робота 131. Реєстрація струму пошкодження за допомогою стрілочного гальванометра Мета досліду: підтвердити виникнення біострумів у разі пошкодження тканин. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, неполяризуючі електроди, універсальний штатив, стрілочний гальванометр. Хід роботи. Неполяризуючі електроди, виготовлені з двох скляних трубочок довжиною 3–4 см і діаметром 4–5 мм, закріплюють на штативі. Нижні кінці трубочок закривають каоліном, замішаним на фізіологічному розчині. Трубочки заповнюють насиченим розчином сірчанокислого цинку, вставляють амальгамовані цинкові пластинки з мідними провідниками, які з’єднуються з гальванометром. Перерізану навпіл лапку (див. роботу 129) прикладають до неполяризуючих електродів, при цьому один електрод стискається з непошкодженою, а інший — з пошкодженою частиною. Відхилення стрілки гальванометра свідчить про наявність струму пошкодження. 204


Контрольні запитання 1. Як реєструються струми спокою, пошкодження та дії? 2. Теорії виникнення біострумів.

Робота 132. Вторинний тетанус (дослід Матеуччі) Мета досліду: підтвердити виникнення біострумів при збудженні тканини. Для роботи необхідно: жаба, набір для препарування, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, електроди, ключ Дюбуа, коркова дощечка. Хід роботи. Готують дві рєоскопічні лапки і кладуть на коркову дощечку. Нерв другого препарату 2 накидають на литковий м’яз першого 1 (рис. 113). Під нерв першого препарату підводять електроди і подразнюють Рис. 113 індукційним струмом. Виникає тетанічне скорочення м’язів обох лапок. Скорочення м’язів другої лапки зумовлене появою струму дії в м’язах першої лапки. Контрольні запитання 1. Яке практичне значення має реєстрація біострумів? 2. Періоди (фази) потенціалу дії.

Робота 133. Парабіоз нерва Мета досліду: вивчити фази парабіозу. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NaCl, ефір, набір для препарування, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, електроди, ключ Дюбуа, кімограф, міограф, вата, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Готують нервово-м’язовий препарат (див. роботу 123) і закріплюють на міографі. Електроди від індукційного апарата підводять під нерв. На кімографі реєструють скорочення литкового 205


м’яза при слабкому, середньому та сильному подразненні. При кожному скороченні відмічають силу струму — віддаль між котушками (рис. 114 а, де сл. — слабке подразнення; ср. — середнє; с. — сильне). Рис. 114 Потім, відступивши від електродів на 1 см в бік сухожилка, на нерв накладають ватний тампон, змочений ефіром. Через 8–10 хв нерв знову подразнюють слабким, середнім та сильним струмом. Незважаючи на збільшення сили подразника, висота скорочення м’яза залишається однаковою (трансформуюча, або зрівнювальна, фаза парабіозу рис. 114, б). При подальшій дії ефіру в результаті зниження збудливості та провідності нерва м’яз на слабке подразнення відповідає більшим скороченням, ніж на середнє та сильне (парадоксальна фаза, рис. 114, в). Нарешті, м’яз повністю втрачає збудливість і провідність і не реагує на подразнення будьякої сили (гальмівна фаза). Щоб дія наркотичної речовини на нерв під час досліду не припинялась, через кожні 2–3 хв очною піпеткою на вату наносять кілька краплин ефіру. Отримавши всі три фази парабіозу, ватку з ефіром усувають, а нерв добре промивають 0,6%-м розчином хлористого натрію. Після цього збудливість і провідність нерва поступово відновлюється, проходячи стадії парабіозу в зворотному порядку. Контрольні запитання 1. Охарактеризувати фази парабіотичного процесу за Введенським. 2. Що таке лабільність, або функціональна рухливість? 3. Коли виникає збудження, а коли гальмування? 4. Що таке гальмування за Введенським?

206


Робота 134. Полярний закон Мета досліду: встановити, що: 1) під дією постійного струму на живу тканину збудження виникає у відповідь на вмивальний і вимикальний удари; 2) постійний струм подразнює тканину на місці входу (анод) та виходу (катод); 3) на катоді збудження виникає в момент замикання кола, а на аноді — в момент розмикання. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NаСl, концентрований розчин аміаку, набір інструментів для препарування, акумулятор, ключ Дюбуа, реохорд, комутатор (перемикач Віппа), неполяризуючі електроди, штатив із затискачами, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Готують неполяризуючі електроди, реоскопічну лапку закріплюють на штативі. Нерв препарату накидають на неполяризуючі електроди. Збирають коло постійного струму (рис. 115), куди входять реохорд 1, комутатор 2 і електроди 3. Рухливим контактом реохорда підбирають середню силу струму (м’яз відповідає скороченням на замикання й розмикання). Визначають напрямок струму. Якщо ближче до м’яза буде катод, напрямок струму низхідний (рис. 116, а), а якщо анод — висхідний (рис. 116, б). Для підтвердженРис. 115 ня того, що збудження виникає на полюсах, нерв між електродами вбивають краплиною розчину аміаку (щоб краплина не розтікалась по нерву, йому надають увігнутої форми). Через 4–5 хв нерв подразнюють, спочатку при низхідному, а потім при висхідному струмі. Напрямок струму змінюється за допомогою комутатора; якщо комутатора немає — переміщенням цинкових пластинок неполяризуючих електродів. При низхідному струмі литковий м’яз скорочується Рис. 116

207


тільки в момент замикання ланцюга. Збудження, що виникає при розмиканні на аноді, не може пройти через мертву ділянку нерва. При висхідному струмі м’яз реагує лише на розмикальний удар, оскільки при такому розміщенні електродів збудження доходить до м’яза тільки від анода. Контрольні запитання 1. Який струм називають постійним? 2. Чому збудження виникає в момент замикання або розмикання ланцюга? 3. Висхідний та низхідний напрямки струму.

Робота 135. Фізіологічний електротон Мета досліду: простежити зміну збудливості та провідності тканини на полюсах в період замикання й розмикання кола постійного струму. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NaCl, набір інструментів для препарування, акумулятор, реохорд, комутатор, два ключі Дюбуа, неполяризуючі електроди, індукційний апарат з металевими електродами, штатив із затискачами, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Реоскопічну лапку, неполяризуючі електроди та інші прилади розміщують так само, як і в досліді, що підтверджує полярний закон. Потім електроди індукційного апарата (1 на рис. 117) підводять під нерв поряд з неполяризуючим електродом, розміщеним ближче до м’яза. Встановивши поріг збудливості на індукційний струм, підбирають середню силу постійного струму. Замикають коло постійного низхідного струму і відразу ж, розмикаючи ключ вторинної котушки, подразнюють нерв індукційним струмом порогової сили. В результаті підвищення збудливості нерва біля катода (вона позначена штриховою лінією на рис. 117) скорочення м’яза значно збільшується (кателектротон). Змінюють напрямок струму (анод, позначений як «+» ближче до м’яза) — і, зближуючи котушки, збільшують силу індукційного струму. Коло постійного висхідного струму замикають і знову подразнюють нерв індукційним струмом. Внаслідок зниження збудливості нерва біля анода скорочення м’яза зменшується (анелектротон). 208


Рис. 117

Підвищення збудливості й провідності на катоді пояснюється розрихленням тканини, скупченням великої кількості одновалентних катіонів і посиланням подразнювального струму виникаючими екстраструмами. Зниження збудливості та провідності на аноді — результат ущільнення тканин — виникнення місцевих екстраструмів, які, маючи зворотний до основного струму напрям, послаблюють силу подразнювального струму. Контрольні запитання 1. Що таке фізіологічний електротон? 2. Зміна чутливості нерва на аноді та катоді під дією постійного струму.

Робота 136. Закон скорочення Мета досліду: встановити реакцію нервово-м’язового препарату на подразнення постійним струмом залежно від його сили та напрямку. Для роботи необхідно: жаба, 0,6%-й розчин NaCl, набір інструментів для препарування, акумулятор, реохорд, комутатор, ключ Дюбуа, неполяризуючі електроди, штатив із затискачами, марлева серветка, піпетка очна. Хід роботи. Реоскопічну лапку, неполяризуючі електроди та інші прилади розміщують, як і в попередньому досліді. Слабким (пороговим) струмом подразнюють сідничний нерв при низхідному та висхідному струмі. М’яз буде скорочуватись на замикання кола незалежно від напрямку струму. В момент замикання на катоді виникають зміни, які викликають подразнення. На аноді при розмиканні такі зміни не виникають. 209


Нерв подразнюють струмом середньої сили — як при низхідному, так і при висхідному напрямку. Збудження виникає на замикальні й розмикальні удари струму, незалежно від його напрямку. Обумовлено це тим, що зміни на аноді в момент розмикання досягають сили, яка викликає скорочення м’яза. Потім на препарат діють сильним струмом. При низхідному струмі в момент замикання збудження, що виникає на катоді, доходить до м’яза і викликає його скорочення. При розмиканні збудження, виникнувши на аноді, воно не доходить до м’яза. Причина цього — зниження збудливості та провідності на катоді. При висхідному струмі в момент замикання збудження, виникнувши на катоді, не може дійти до м’яза через сильне зниження збудливості та провідності на аноді. При розмиканні цього струму збудження, виникнувши на аноді, доходить до м’яза. Результати досліду заносять в табл. 16. Таблиця 16 Реакція нервово-м’язового препарату на подразнення постійним струмом

Струм

Низхідний

Висхідний

Замикання

Розмикання

Замикання

Розмикання

Слабкий

+

—

+

—

Середній

+

+

+

+

Сильний

+

—

—

+

Контрольні запитання 1. З чим пов’язана зміна збудливості на катоді та аноді? 2. Коли застосовується постійний струм в клініці?

210

Лабораторно-практичні роботи. Фізіологія центральної нервової системи

ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ФІЗІОЛОГІЯ ЦЕНТРАЛЬНОЇ НЕРВОВОЇ СИСТЕМИ

Центральна нервова система, що складається з головного та спинного мозку, виконує дві головні функції: здійснює регуляцію і взаємозв’язок фізіологічних процесів у клітинах, тканинах та органах, а також забезпечує взаємодію організму як єдиного цілого з навколишнім середовищем. Діяльність нервової системи виявляється у вигляді рефлексу. Рефлекс — відповідь організму на подразнення з участю центральної нервової системи.

Робота 137. Спинномозкові рефлекси та їхні рецептивні поля Мета досліду: ознайомитись з спинномозковими рефлексами та їхніми рецептивними полями в жаби. Для роботи необхідно: дві жаби (одна з них самець), 0,5%-й сірчаної кислоти, набір інструментів для препарування, штатив із затискачем, металевий гачок, пробка, фільтрувальний папір, посудина з водою. Хід роботи. Готують спинальну жабу (спинальною називають жабу, в якої зруйнований головний мозок) і за нижню щелепу підвішують її на гачку штатива (рис. 118). Пінцетом здавлюють кінчики пальців задньої лапки. В результаті механічного подразнення виникає рефлекс згинання кінцівки. При подразненні тильної частини підошви задньої лапки спостерігають рефлекс розгинання. Такий же рефлекс отримують і при подразненні шкіри над сухожилком.

Рис. 118

211


Рефлекс потирання виникає при подразненні різних ділянок тіла. Наприклад, на шкіру черевця між передніми лапками пінцетом накладають клаптик фільтрувального паперу, змоченого 0,5%-м розчином сірчаної кислоти. Жаба скидає папір передніми лапками. Рецептивні поля згаданих рефлексів наведено на рис. 119, де 1 — поля рефлексів згинання; 2–4 — рефлексів потирання; 5, 6 — рефлексів розгинання. Рефлекс обнімання спостерігають весною на знеглавленому самці (самці на відміну від самок мають «шлюбні мозолі» — потовщення на перших пальцях передніх кінцівок), подразнюючи пальцем шкіру грудей між передніми кінцівками. Рефлекс квакання виникає в самця, коли його тримають пальцями за боки і погладжують спину. Рис. 119 Контрольні запитання 1. Що таке рефлекс? 2. Що називають рецептивним полем? 3. Рецептори та їх поділ.

Робота 138. Аналіз рефлекторної дуги Мета досліду: вивчити складові частини рефлекторної дуги безумовного рефлексу (рис. 120; де 1 — рецептори; 2 — доцентровий нейрон і спинномозковий ганглій; 3 — проміжний нейрон; 4 — відцентровий нейрон; 5 — закінчення відцентрового нейрона в робочому органі). Для роботи необхідно: жаба, 0,5 %-й розчин сірчаної кислоти, набір інструментів для препарування, штатив із затискачем, металевий гачок, зонд, пробка, нитки, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, ключ Дюбуа, металеві електроди, хімічний стакан, склянка з водою, марлева серветка. 212


Хід роботи. Спинальну жабу фіксують на штативі. Через 4–5 хв, коли пройдуть явища шоку, який пригнічує рефлекторні процеси, розпочинають дослід. Кінчики пальців задньої кінцівки занурюють в 0,5%-й розчин Рис. 120 сірчаної кислоти. У відповідь на подразнення рецепторів шкіри сірчаною кислотою виникає оборонний рефлекс, і кінцівка згинається. Кислоту усувають, занурюючи кінцівку в склянку з водою. В ділянці середньої третини гомілки роблять циркулярний розріз шкіри і знімають її з кінцівки. Залишки шкіри на кінчиках пальців обрізають і знову занурюють лапку в кислоту. Рефлекс згинання при цьому не виявляється, бо шкіра позбавлена рецепторів. Для контролю подразнюють другу кінцівку, ефект позитивний. На цілій кінцівці в ділянці стегна оголюють сідничний нерв, перев’язують його ниткою і перерізають нижче місця перев’язки. Занурюють кінчики пальців цієї кінцівки в 0,5%-й розчин сірчаної кислоти, однак рефлекторного згинання кінцівки не відбувається (пошкоджено доцентровий шлях рефлекторної дуги). Взявши за нитку, витягують сідничний нерв з рани, кладуть на електроди індукційного апарата й подразнюють. Лапка знову скорочується. У хребетний канал вводять зонд і руйнують спинний мозок. Відповідь на подразнення центрального кінця сідничного нерва не виявляється через руйнування нервових центрів. Для доказу участі відцентрових нервів у здійсненні рефлексу після руйнування спинного мозку жабу перерізають навпіл, підводять під корінці сідничного нерва електроди індукційного апарата і замикають коло. В момент подразнення спостерігають рухи кінцівок. Отримані результати аналізують. Контрольні запитання 1. Що таке рефлекторна дуга? 2. З яких елементів складається рефлекторна дуга?

213


Робота 139. Визначення часу рефлексу та його залежності від сили подразника Мета досліду: визначити час рефлексу та установити залежність часу рефлексу від сили подразника. Для роботи необхідно: жаба, 0,1%–0,3%, 0,5%–1%-ні розчини сірчаної кислоти, набір інструментів для препарування, секундомір, штатив із затискачем і пробкою, металевий гачок, хімічний стакан, склянка з водою, марлева серветка. Хід роботи. Готують спинальну жабу 1 і підвішують на штативі. Кінчик задньої лапки жаби занурюють у чашку 5 з 0,1%-м розчином сірчаної кислоти (на рис. 121 зазначено концентрацію (у відсотках) розчинів сірчаної кислоти в окремих чашках). Секундоміром 4 визначають час рефлексу від моменту нанесення подразнення (занурення лапки в розчин кислоти) до появи реакції (висмикування лапки з кислоти). Після обмивання лапки водою 3 визначають час рефлексу на більш міцні розчини сірчаної кислоти. Чергові вимірювання проводять по одній і тій же лапці через кожні 2–3 хв з наступним обмиванням. Рівень занурення лапки в розчин кислоти повинен бути однаковим. Результати досліджень заносять в табл. 17. Встановлюють залежність між силою подразника і часом рефлексу. Рис. 121

214


Таблиця 17 Залежність часу рефлексу від сили подразника Сила подразника (концентрація сірчаної кислоти, %) 0,1 0,3 0,5 1,0

Час рефлексу, с

Контрольні запитання 1. Що називають часом рефлексу? 2. В чому виявляється залежність часу рефлексу від сили подразника?

Робота 140. Роль дорсальних і вентральних корінців спинного мозку Мета досліду: визначити функціональне значення дорсальних і вентральних корінців (дослід за методикою Сисоєва). Для роботи необхідно: жаба, ефір, набір інструментів для препарування, щипці, скляні гачки, голки хірургічні, голкотримач, шовк, скляний ковпак, коркова пластинка, шпильки, вата, марля. Хід роботи. Жабу піддають п’ятихвилинному наркозу під ковпаком, потім переносять на коркову пластинку і фіксують спиною догори. Сагітально розрізають шкіру в ділянці попереково-крижового відділу хребта, рану розширюють, відпрепаровують м’язи хребта і щипцями перекусують дуги чотирьох хребців ліворуч і праворуч. Оголюють спинний мозок і обережно пінцетом усувають оболонки мозку. Скляним гачком піднімають Рис. 122 215


праворуч VIII–Х дорсальні корінці й перерізають, ліворуч перерізають вентральні корінці (рис. 122, а). Рану зашивають і через добу розпочинають дослід. В оперованої жаби права кінцівка згинається (вентральні рухові корінці не пошкоджені), а ліва ні (рухові корінці перерізані, рис. 122, б). Реакція руху в жаби відсутня, якщо подразнювати шкіру правої кінцівки з перерізаними верхніми чутливими корінцями. Коли подразнюють ліву кінцівку з перерізаними руховими корінцями, скорочуються всі лапки жаби (за винятком паралізованої). Подразнюючи шкіру передніх лапок, спини, черева, спостерігаємо скорочення всіх кінцівок, крім лівої задньої, в якої порушена цілість вентральних рухових корінців. Контрольні запитання 1. Яку роль виконують дорсальні та вентральні корінці спинного мозку? 2. Назвіть провідні шляхи спинного мозку.

Робота 141. Іррадіація збудження Мета досліду: ознайомитись з іррадіацією збудження в спинному мозку жаби. Для роботи необхідно: жаба, ножиці, пінцет, штатив із затискачем і пробіркою, металевий гачок, марлева серветка. Хід роботи. Готують спинальну жабу і фіксують її на штативі. Пінцетом легенько пощипують задню лапку. При цьому згинається одна кінцівка. З посиленням подразнення починають «згинатися обидві кінцівки. В разі дуже сильного подразнення внаслідок поширення збудження (іррадіації) по всьому спинному мозку в жаби виникає загальна рухова реакція. Контрольні запитання 1. Що називають нервовим центром? 2. Які ви знаєте нервові центри та де вони розміщені?

216


Робота 142. Сумація збудження Мета досліду: вивчити сумацію збудження в спинному мозку жаби. Для роботи необхідно: жаба, ножиці, штатив із затискачем і пробкою, металевий гачок, індукційний апарат з двома тоненькими оголеними електродами, акумулятор або випрямляч, ключ Дюбуа, марлева серветка. Хід роботи. Спинальну жабу підвішують за нижню щелепу на штативі. Складають коло для нанесення поодиноких індукційних ударів, після чого провідниками від вторинної котушки обмотують гомілку. Провідники розміщують на віддалі 1 см один від одного. Підбирають струм порохової сили за мінімальним згинанням лапки. Потім вторинну котушку ставлять нижче порога. На поодиноке подразнення підпорогової сили жаба не реагує. Замиканням і розмиканням кола з більшою частотою (два-три індукційних удари за секунду) викликають згинання лапки, яке відбувається в результаті сумації — накопичення й поширення збудження. Контрольні запитання 1. Що таке сумація збудження і хто її відкрив? 2. Чим відрізняється послідовна сумація від просторової?

Робота 143. Рефлекторний тонус Мета досліду: вивчити природу тонусу скелетних м’язів жаби. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, штатив із затискачем і пробкою, металевий гачок. Хід роботи. Спинальну жабу фіксують на штативі. Спостерігають за положенням задніх кінцівок, які перебувають у напівзігнутому стані. Це пояснюється тим, що нервові центри безперервно надсилають імпульси до м’язів, внаслідок чого м’язи перебувають в стані постійного напруження — тонусу. На одній кінцівці перерізають сідничний нерв і через 5–6 хв порівнюють стан обох кінцівок. Ця кінцівка, втративши тонус м’язів, 217


буде видовженою (рис. 123). Руйнування спинного мозку призводить до зникнення м’язового тонусу і на іншій кінцівці. Контрольні запитання 1. Що таке рефлекторний тонус скелетних м’язів? 2. Чому перерізання сідничного нерва і руйнування спинного мозку викликають зникнення м’язового тонусу? 3. Що підтримує тонус нервових центрів?

Рис. 123

Робота 144. Домінанта збудження Мета досліду: ознайомитись з статевою домінантою в жаби та домінантою харчового збудження в собаки. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (собака, самець жаби), м’ясо або молоко, гумовий балончик діаметром 4 см, чашка. Хід роботи. Дослід на жабі краще проводити весною, в період парування. Самцю з вираженим рефлексом обнімання між передніми кінцівками вкладають гумовий балончик, змочений водою. Тварина обхоплює його і міцно притискує. Якщо в цей час завдати больового подразнення — ущипнути пінцетом задню кінцівку, самець її не відсмикує, а ще сильніше стискає балончик. Обумовлено це тим, що в центральній нервовій системі жаби під впливом статевих гормонів виникає домінантний осередок, тобто центр з підвищеною збудливістю, який не лише гальмує діяльність інших центрів, але одночасно й 218


сам збуджується сильніше за рахунок багатьох імпульсів, що надходять в головний та спинний мозок. Він ніби «переймає», притягує до себе ці імпульси. В результаті будь-яке подразнення викликає незвичайну реакцію, властиву даному подразненню, а реакцію, характерну для домінантного осередку. Дослід на собаці проводять так. Голодній тварині дають м’ясо або молоко. Якщо в цей час собаку відтягти за повідець від чашки з кормом, замість оборонної або агресивної реакції він ще більш жадібно накидається на корм. Контрольні запитання 1. Що таке домінанта і хто її відкрив? 2. Назвіть інші властивості нервових центрів.

Робота 145. Сєченівське гальмування Мета досліду: ознайомитися з дослідом І. М. Сєченова, який відкрив процес гальмування у центральній нервовій системі. Для роботи необхідно: жаба, 0,3%-й розчин сірчаної кислоти, кристали NaCl, штатив із затискачем і пробкою, металевий гачок, очні прямі ножиці, скальпель, секундомір, пінцет анатомічний, вата, фільтрувальний папір, марлева серветка, склянка з водою ємністю 0,5 л, хімічний стакан. Хід роботи. Жабу, обгорнувши марлевою серветкою, беруть в ліву руку і вказівним пальцем згинають їй голову. За носовими отворами роблять П-подібий розріз шкіри в напрямку до основи черепа. Клаптик шкіри загортають назад (рис. 124, а). Таким же розрізом розтинають кістки черепа і вилучають їх (рис. 124, б). Щоб не пошкодити головний мозок, бранші ножиць притискують до внутрішньої поверхні черепа. Кровотечу зупиняють ватними тампонами. Скальпелем вилучають великі півкулі й передню половину зорових Рис. 124 219


горбів. На рис. 125 цифрою 1 позначені нюхові нерви, 2 — нюхові частки; 3 — великі півкулі; 4 — проміжний мозок; 5 — зорові горби; 6 — мозочок; 7 — довгастий мозок. Рану черепа закривають клаптиком шкіри, і жабу за нижню щелепу підвішують на штатив. Через 3–4 хв секундоміром визначають час рефлексу, занурюючи задню лапку в 0,3%-й розчин сірчаної кислоти. Досягши рефлексу згинання, лапку обмивають водою. На оголену й висушену поверхню зорових горбів (розріз за лінією А–Б) кладуть кристалик кухонної солі й через 1–2 хв кілька раз відмічають час рефлексу. Після досягнення гальмування кристалик солі знімають, а її залишки змивають водою і знову відмічають час рефлексу. Спостерігають поступове відновлення часу рефлексу. Рис. 125 Контрольні запитання 1. Що таке гальмування? 2. Чому час рефлексу збільшується після нанесення кристалика кухонної солі на оголену поверхню зорових горбів?

Робота 146. Гальмування спинномозкових рефлексів при больовому подразненні рецепторів Мета досліду: вивчити вплив сильних подразників на рефлекторну діяльність спинного мозку жаби. Для роботи необхідно: дві жаби (одна з них самець), 0,3%-й розчин сірчаної кислоти, штатив із затискачем та пробкою, металевий гачок, ножиці, пінцет анатомічний, хімічний стакан, склянка ємністю 0,5 л з водою, секундомір. 220


Хід роботи. Готують спинальну жабу і фіксують за нижню щелепу на штативі. Визначають час рефлексу на занурення задньої лапки в 0,3%-й розчин сірчаної кислоти. Потім другу кінцівку сильно здавлюють пінцетом і знову визначають час рефлексу першої кінцівки. Внаслідок сильного механічного подразнення рецепторів час рефлексу збільшується, тобто настає гальмування. Після припинення здавлювання час рухового рефлексу на подразнення кислотою повертається до норми. Взявши самця жаби за боки, легенько погладжують пальцями шкіру спини, викликаючи рефлекс квакання. Якщо в цей час одну з кінцівок здавити пінцетом, рефлекс квакання гальмується. З припиненням больового подразнення рефлекс квакання відновлюється. Контрольні запитання 1. Фізіологічна суть гальмування. 2. В яких випадках застосовують гальмування рефлексів у тваринництві?

Робота 147. Гальмування рефлексів при порушенні кровообігу в спинному мозку Мета досліду: ознайомитись з процесом гальмування рефлексів при зупинці кровообігу в спинному мозку. Для роботи необхідно: дві жаби, 0,3%-й розчин сірчаної кислоти, хімічний стакан, склянка з 0,5 л води, секундомір, лігатура, штатив, ножиці прямі, коркова дощечка, шпильки. Хід роботи. В двох жаб перерізають спинний мозок на 3–4 мм нижче довгастого мозку і фіксують на штативі. Через 4–5 хв, коли минуть явища шоку, визначають час рефлексу 0,3%-м розчином сірчаної кислоти. Одну жабу закріплюють шпильками на корковій дощечці черевцем догори, розтинають грудну порожнину і оголюють серце. Під дугу аорти підводять лігатуру й перев’язують судини. Потім цю жабу знову фіксують на штативі й повторно визначають час рефлексу в обох жаб. Порівнюють отримані результати. В жаби з порушеним кровообігом час рефлексу збільшується. Контрольні запитання 1. Чому в жаби з перев’язаними судинами час рефлексу збільшується? 2. Що таке гальмівний синапс? 3. Яку індукцію в центральній нервовій системі називають позитивною, а яку негативною?

221


Робота 148. Наслідки видалення різних частин головного мозку Мета досліду: ознайомитись з наслідками екстирпації деяких частин головного мозку в жаби. Для роботи необхідно: дві жаби, очні ножиці, скальпель, пінцет, препарувальна голка, коркова дощечка, акваріум з водою. Хід роботи. 1. Видалення великих півкуль. В жаби розтинають череп і оголюють головний мозок (див. роботу 145). Гострокінцевим очним скальпелем обережно, щоб не пошкодити проміжний мозок, під кутом роблять розріз на задньому кінці великих півкуль і видаляють їх (розріз по лінії I на рис. 126. Арабські цифри на рис. 126 відповідають позначенням на рис. 125). Рану закривають клаптиком шкіри і спостерігають за поведінкою тварини. Як правило, вона сидить нерухомо, зберігаючи нормальну позу. Жаба без півкуль зберігає оборонний, локомоторний, установочний, квакальний та інші рефлекси. На слабке подразнення кінцівки жаба відповідає підтягуванням її, а на сильне — координованим стрибком. Покладена на спину, швидко приймає попередню позу. Посаджена на дощечку, що поступово повертається, перелазить на її інший бік. В акваріумі добре плаває. 2. Видалення проміжного та середнього мозку. В жаби з видаленими півкулями, на рівні довгастого мозку (розріз за лінією II на рис. 126) екстирпують проміжний і середній мозок. Така жаба може лише перевертатись з спини на живіт. Решта рефлексів (локомоторні, установочні) у неї зникають. 3. Видалення довгастого мозку. Довгастий мозок руйнують препарувальною голкою. Жаба із зруйнованим довгастим мозком відповідає на подразнення рухоРис. 126 222


вими реакціями, характерними для спинальної тварини. Рефлекс перевертання зникає. Скелетні м’язи розслаблюються, внаслідок чого жаба зберігає штучно надане їй положення. 4. Видалення половини мозочка. Оголивши в жаби головний мозок, гострокінцевим скальпелем видаляють ліву або праву половину мозочка, розміщеного у вигляді смужки попереду довгастого мозку. Спочатку мозочок перерізають по вертикальній (серединній), а потім вже по горизонтальній лінії (рис. 126, III), відокремлюючи його від навколишніх частин мозку. Спостерігають за положенням і характером рухів жаби. Тварина сидить з похиленою головою і викривленим в бік видаленої половини мозочка тулубом. На пошкодженому боці тіла тонус м’язів ослаблений. При больовому подразненні кінцівки жаба скаче й інколи перевертається в повітрі. Рухається по колу, в бік без пошкодження. Це добре помітно при плаванні у воді. Контрольні запитання 1. Будова головного мозку. 2. Фізіологічне значення і наслідки видалення переднього мозку. 3. Фізіологічне значення і наслідки видалення проміжного і середнього мозку. 4. Фізіологічне значення і наслідки видалення довгастого мозку. 5. Фізіологічне значення і наслідки видалення мозочка.

Робота 149. Гіпноз жаби Мета досліду: підтвердити в експерименті можливість гіпнозу в жаби. Для роботи необхідно: жаба, стіл. Хід роботи. Правою рукою беремо жабу і, раптово перевернувши, кладемо її черевцем догори на стіл, затримавши в такому положенні її на певний час. Піднявши руку, жаба залишається в попередньому стані. Контрольні запитання 1. Що таке гіпноз, чим він відрізняється від сну? 2. Фази гіпнозу.

223


Робота 150. Дія сідничного нерва на внутрішні органи Мета досліду: прослідкувати, як подразнення сідничного нерва впливає на внутрішні органи. Для роботи необхідно: жаба, набір інструментів для препарування, важіль з серфінкою, кімограф, штатив, індукційна котушка, акумулятор, коркова дощечка, шпильки. Хід роботи. Беремо жабу і руйнуємо головний мозок. Далі в ділянці стегна відпрепаровуємо сідничний нерв, перев’язуємо його лігатурою і перерізаємо нижче місця накладання лігатури. Після цього фіксуємо жабу на корковій дощечці черевцем догори, розтинаємо черевну порожнину, знаходимо сечовий міхур і серфінкою з’єднуємо його верхівку з важелем для запису рухів на кімографі. Спочатку записуємо рухи сечового міхура без подразнення, а потім з подразненням сідничного нерва індукційним струмом. При подразненні імпульси надходять в спинний мозок і через симпатичну нервову систему впливають на моторику сечового міхура. Контрольні запитання 1. З яких відділів складається вегетативна нервова система? 2. Чим відрізняється вегетативна нервова система від соматичних нервів?

224

Лабораторно-практичні роботи. Вища нервова діяльність

ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. ВИЩА НЕРВОВА ДІЯЛЬНІСТЬ

Фізіологія вищої нервової діяльності як наука про функції кори великих півкуль і підкоркових утворень створена І. П. Павловим. Вища нервова діяльність виявляється в поведінці тварини, що являє собою єдність безумовних та умовних рефлексів. За допомогою умовних рефлексів забезпечується найбільш досконале пристосування організму до умов навколишнього середовища. Використовуючи методику утворення умовних рефлексів, можна об’єктивно вивчати діяльність кори великих півкуль головного мозку. Утворюючи у тварин умовні рефлекси, слід дотримуватися двох основних правил: 1) сторонній подразник (звук, світло, запах) повинен збігатися за часом з безумовним рефлексом — прийняттям корму, больовим подразненням та ін.; 2) сторонній подразник повинен не лише збігатися з безумовним рефлексом, а й кілька секунд передувати йому. В результаті кількох збігів умовного і безумовного подразників утворюється умовний рефлекс: виділення слини на вмикання електричної лампочки, хода тварини до кормушки на дзвоник і т.п. При утворенні умовного рефлексу необхідно також враховувати фізіологічний стан організму і перш за все — збудливість його нервових центрів. Наприклад, в нагодованої тварини харчовий умовний рефлекс утворюється з великими труднощами, а то й зовсім не виробляється. Розрізняють натуральні та штучні умовні рефлекси.

225


Робота 151. Натуральний умовний рефлекс слиновиділення Мета досліду: спостереження натурального умовного рефлексу слиновиділення в собаки (дослід за Текутовим). Для роботи необхідно: собака з фістулою протоки привушної слинної залози, менделєєвська замазка, два шматочки м’яса по 50 г кожний, станок для фіксації тварини, лійка та мірна пробірка на 5–6 мл для збирання слини, пінцет, кормушка, марлева серветка, спиртівка, сірники. Хід роботи. Собаку фіксують в станку (рис. 127). До шкіри щоки, де є фістульний отвір, менделєєвською замазкою приклеюють лійку, а потім до лійки підвішують мірну пробірку. Експериментатор бере пінцетом шматочок м’яса і дражнить ним тварину. У відповідь на вигляд і запах корму в собаки проявляється рухова реакція (тварина тягнеться до м’яса, переступає з ноги на ногу, облизується) і виділення слини. Тварину підгодовують, через 5–6 хв, коли собака з’їв м’ясо і в неї припиниться виділення слини, пробірку знімають з лійки і, виливши з неї слину, знову підвішують. Загорнувши м’ясо в марлю, підносять його до морди тварини; і в цьому випадку спостерігається позитивна рухова реакція й виділення слини, але тільки на запах корму. В кінці досліду тварину знову підгодовують.

Рис. 127

226


Контрольні запитання 1. Дайте характеристику натурального умовного рефлексу. 2. Фізіологічний механізм умовного рефлексу.

Робота 152. Утворення слиновидільного харчового умовного рефлексу в собаки Мета досліду: вивчити методику вироблення умовного рефлексу слиновиділення в тварини на звук дзвінка. Для роботи необхідно: собака з хронічною фістулою протоки привушної слинної залози, менделєєвська замазка, м’ясосухарний порошок в банці, станок для фіксації тварини, лійка та мірна пробірка для збирання слини, електричний дзвінок, акумулятор, ключ Дюбуа, спиртівка, сірники, штатив з пробірками, секундомір, кормушка. Хід роботи. Через 8–10 год після годівлі собаку фіксують в станку. Слину збирають в градуйовану пробірку (див. роботу 149). Електричний дзвінок під’єднують до акумулятора. Вмикають дзвінок на 20 с (умовний подразник). На 5-й секунді собаці дають 25–30 г м’ясосухарного порошку (безумовний подразник). Годівля протягом 15 с супроводжується дзвінком. Через 4–5 хв збіг дзвінка з годівлею повторюють. Кожні 2 хв слину виливають з мірної пробірки в іншу й ставлять у штатив. Результати записують в протокол досліду. В одному з чергових збігів (5–8-му) дію дзвінка підкріплюють кормом не на 5-й, а на 15-й секунді. Виділення слини лише при одному ізольованому звучанні дзвінка свідчить про те, що умовний рефлекс з’явився. Для проведення досліду керівник заняття виділяє трьох студентів: один — вмикає секундомір і дзвінок, другий — насипає в кормушку м’ясосухарний порошок і підгодовує собаку, а третій — виливає з мірної пробірки слину. Усі присутні під час досліду дотримуються тиші й ведуть старанне спостереження за піддослідною твариною. Контрольні запитання 1. Охарактеризуйте безумовні та умовні рефлекси. 2. Правила утворення умовного рефлексу.

227


Робота 153. Утвореная рухово-оборонного умовного рефлексу в собаки Мета досліду: вивчити методику утворення рухово-оборонного умовного рефлексу в тварини. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (собака), фізіологічний розчин, станок для фіксації тварини, акумулятор або випрямляч, індукційний апарат, ключ Дюбуа, манжетка з електродами і проводами, метроном, секундомір, зігнуті ножиці, марля. Хід роботи. Собаку фіксують в станку. Монтують установку для подразнення індукційним струмом. В ділянці нижньої третини гомілки вистригають волосяний покрив, шкіру змочують фізіологічним розчином. На вистриженій ділянці закріплюють електроди і з’єднують їх з індукційним апаратом. Підбирають силу струму, на яку тварина відповідає помірним згинанням кінцівки. Умовними сигналами можуть бути будь-які подразники — звукові, світлові, ароматичні та ін. Включають метроном (М-120) з частотою 120 ударів на хвилину. На третій-четвертій секунді дії метронома кінцівку собаки подразнюють електричним струмом. Збіг подразників триває 1–2 с. Больове подразнення викликає в собаки згинання кінцівки. Збіг умовного подразника з безумовним повторюють через кожні 2–3 хв. Після трьохчотирьох збігів утворюється рухово-оборонний умовний рефлекс: собака відсмикує (згинає) кінцівку на ізольований стук метронома. Аналогічний дослід можна провести на козі. Контрольні запитання 1. Значення умовних рефлексів для тварин. 2. Методика вироблення умовних рефлексів.

228


Робота 154. Утворення рухово-харчового умовного рефлексу у свиней Мета досліду: вивчити методику вироблення рухово-харчового умовного рефлексу у свиней. Для роботи необхідно: піддослідна тварина, електричний дзвінок (умовний подразник), комбікорм або збиране молоко (безумовний подразник), площадка для вироблення умовного рефлексу, кімограф, універсальний штатив, капсула Марея, гумові трубки та балончики, акумулятор, хронограф Жаке або інший відмітчик часу, секундомір, годинник, електромагнітний відмітчик, ключ Дюбуа, кормушка. На рис. 128 показано схему площадки вироблення рухово-харчових умовних рефлексів у свиней (за Науменком), де ч — чекальня; Ш1 — шлях руху тварини до кормушки; Ш2 — шлях повернення до чекальні; КЕ — кімната експериментатора; С — стіл для приладів; ОВ — оглядове віконце; Д — дверцята; 1 — електричний дзвінок; 2 — висувна кормушка; 3 — рухома площадка біля кормушки; 4 — вивідні трубки до капсули Марея; 5 — рухома площадка біля виходу з чекальні. Стрілками показаний шлях пересування тварин. Хід роботи. Спочатку тварину привчають до експериментальної обстановки, підгодовують з кормушки. Потім свиню (порося) заганяють у чекальню, вмикають електричний дзвінок, відкривають вихідні дверцята і випускають тварину в прохід, що веде до кормушки. Після підгодівлі свиню за командою «На місце!» заганяють назад в чекальню. Тривалість дії умовного подразника 20–30 с. В кожному досліді умовний подразник використовують шість раз з інтервалом 5 хв.

Рис. 128

229


Умовний рефлекс вважають виробленим, якщо тварина на звук електричного дзвінка самостійно відкриває вихідні дверцята чекальні й біжить до кормушки. На шляху до кормушки тварина проходить дві рухомі площадки на гумових балончиках, з’єднаних з капсулою Марея. Подання умовних подразників відмічають електромагнітним відмітчиком. Таким чином, на стрічці кімографа реєструють умовну реакцію тварини — ходу до кормушки, безумовну реакцію — перебування біля кормушки під час підгодівлі, дію умовних подразників, час у секундах. На рис. 129 показано кімограму, де а — рухова реакція (зубець 1 — момент виходу з чекальні; відстань від зубця 1 до початку кривої 2 — хода до кормушки; 2 — входження на площадку підгодівлі та перебування біля кормушки; зубець 3 — повернення до чекальні); б — відмітка позитивних і негативних (D) умовних подразників; в — відмітка часу (в секундах).

Рис. 129

Аналізуючи кімограму (рис. 129), можна визначити: тривалість латентного періоду, тобто час від початку дії звукового подразника до моменту виходу тварини з чекальні; силу умовного рефлексу — за швидкістю ходи до кормушки; час перебування біля кормушки; час повернення тварини в чекальню; рухову реакцію під час підгодівлі (одні тварини стоять спокійно, інші переступають з ноги на ногу, штовхають кормушку, гризуть її, треті залишають кормушку, а потім повертаються і т.п.). Контрольні запитання 1. Застосування умовних рефлексів у тваринництві. 2. Що таке динамічний стереотип?

230


Робота 155. Зовнішнє гальмування умовних рефлексів Мета досліду: ознайомитись з виявленням зовнішнього гальмування умовних рефлексів у собаки. Для роботи необхідно: собака з виробленим умовним рефлексом слиновиділення, установка для вироблення слиновидільного харчового умовного рефлексу, металевий диск 40  25 см, стукалка. Хід роботи. Собаку фіксують в станку. На щоці тварини закріплюють лійку і мірну пробірку. Вмикають дзвінок і одночасно часто б’ють стукалкою по металевому диску. При цьому умовного слиновиділення не буде. Незвичайний подразник викликав у корі великих півкуль собаки новий центр збудження, який загальмував діяльність центра умовного рефлексу. Після припинення дії стороннього подразника умовний рефлекс відновлюється. Контрольні запитання 1. Зовнішнє і внутрішнє гальмування умовних рефлексів. 2. Що означає постійне і згасаюче гальмо?

Робота 156. Згасання умовних рефлексів Мета досліду: вивчити механізм згасання умовного рефлексу в тварин. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (собака з виробленим рухово-оборонним умовним рефлексом), установка для вироблення рухово-оборонного умовного рефлексу. Хід роботи. Собаку фіксують у станку. На нижній третині гомілки закріплюють електроди. Через кожні 2–3 хв вмикають метроном на 10 с. При цьому умовний подразник не підкріплюють індукційним струмом. Спостерігається поступове згасання оборонного умовного рефлексу — результат гальмування в його центрі. Дослід триває 20–30 хв. Підкріплення умовного подразника безумовним веде до відновлення умовного рефлексу. Примітка. Досліди із згасання можна проводити на тваринах, в яких завчасно вироблено умовний рефлекс. 231


Контрольні запитання 1. Види внутрішнього гальмування. 2. Біологічне значення згасання умовного рефлексу.

Робота 157. Диференціювання умовних подразників Мета досліду: вивчити методику вироблення в тварин диференціювання (розпізнавання звукових умовних подразників). Для роботи необхідно: собака з виробленим рухово-оборонним умовним рефлексом, установка для вироблення оборонного умовного рефлексу. Хід роботи. Собаку фіксують в станку. Перевіряють наявність умовного рефлексу на метроном з частотою 120 ударів на хвилину (М-120). Потім приступають до вироблення диференціювання: метроном М-120 (позитивний подразник) доповнюють дією індукційного струму, а М-60 (диференційний, або негативний, подразник) не доповнюють. Спочатку собака в силу генералізації (узагальнення на основі іррадіації збудження) реагує на негативний подразник так само, як і на позитивний. Після низки непідкріплень струмом метронома з частотою 60 ударів на хвилину в тварини виробляється диференціювання, тобто вона буде позитивно реагувати (піднімати кінцівку) тільки на метроном з частотою 120 ударів на хвилину. Інтервал між подразненнями 2–3 хв. Контрольні запитання 1. Що таке диференціювання і як воно виробляється? 2. Від чого залежить швидкість вироблення диференціювання?

Робота 158. Диференціювання кольорів у голубів Мета досліду: ознайомитись з розпізнаванням голубами кольорів. Для роботи необхідно: голуби, картон розміром 30  20 см, одна частина якого має червоний, а друга — зелений колір, зерна проса або вівса, клей. 232


Хід роботи. На картон червоного кольору наклеюють зерна проса (вівса), а на зелену частину насипають зерно, не приклеюючи його. Спочатку птах однаково кидається до приклеєного і неприклеєного корму. Через деякий час голуб сприймає корм із зеленої частини картону. Якщо в подальшому на кольоровий картон насипати просо, не приклеюючи його, то тоді тварина споживає корм тільки з частини картону, зафарбованого в зелений колір. Утворився умовний рефлекс на зелений колір. Контрольні запитання 1. Охарактеризуйте вищу та нижчу нервову діяльність. 2. Різниця між штучним та натуральним умовним рефлексом.

Робота 159. Утворення умовних рефлексів у риб Мета досліду: ознайомитись з утворенням умовних рефлексів у риб. Для роботи необхідно: акваріум з карасями, коропами, щуками, або іншими рибами, відповідний корм, пінцет анатомічний, дзвінок. Хід роботи. Звук дзвінка або постукування об стінку акваріума поєднують з даванням корму. Корм можна подавати з пінцета, або спускати його на дно акваріума. Поєднання умовного та безумовного подразників, тобто збіг їх в часі, повторюють 40–50 раз. Утворення умовного рефлексу виявляється в тому, що риби у відповідь на дію дзвінка (постукування) випливають на поверхню води до пінцета з кормом, або поринають на дно. Аналогічний дослід можна провести з щукою. В акваріум з щукою пускають мальків, які знищуються хижаком. Після цього в акваріумі закріплюють скляну перетинку, яка ізолює мальків від щуки. Остання кидається на мальків, але на своєму шляху зустрічає скло. Через 60-100 таких спроб щука припиняє полювання на мальків. Внаслідок ударів щуки по склу виробився негативний умовний рефлекс. Набутий рефлекс зберігається навіть після усунення скляної перетинки: щука плаває поруч з мальками, не проявляючи агресивності. Контрольні запитання 1. Які умовні рефлекси називаються позитивними, а які негативними? 2. Суть аналітико-синтетичної діяльності кори великих півкуль головного мозку.

233


ЛабОРАТОРНО-ПРАКТИЧНІ РОБОТИ. АНАЛІЗАТОРИ Отримання організмом інформації про стан навколишнього та внутрішнього середовища пов’язане з діяльністю органів чуття, або як їх назвав І. П. Павлов (1909), аналізаторів. Кожний аналізатор являє собою складну функціональну систему, яка складається з рецепторів, що сприймають подразнення і перетворюють його в нервовий процес — збудження, доцентрового шляху, яким збудження надходить до мозку і сприймаючої зони в корі великих півкуль головного мозку, де й виникає відчуття — результат складної взаємодії нейронів. На рис. 130 позначено: І — центральна (коркова) частина; ІІ —доцентровий шлях; IІІ — рецепторний відділ та окремі аналізатори: 1 — зоровий; 2 — смаковий; 3 — нюховий; 4 — слуховий; 5 — шкірний; 6 — руховий. Внаслідок аналітико-синтетичної діяльності аналізаторів зрівноваженість організму з навколишнім світом стає більш досконалою. Основним методом вивчення аналізаторів є метод умовних рефлексів. Крім того, використовується електрофізіологічна (реєстрація біострумів різних частин аналізатора), хірургічна (виключення окремих ланок аналізатора), адаптометрична та інші методики, зокрема моделювання та протезування. Перше передбачає створення моделі взаємодії окремих елементів або нервових центрів. Протезування Рис. 130 спрямоване на перевірку знань про будову та функцію аналізаторів. Прикладом може бути протезування зору в людей, які його втратили.

234

Лабораторно-практичні роботи. Аналізатори

ЗОРОВИЙ АНАЛІЗАТОР У більшості ссавців зорова система є найбільш досконалим аналізатором, надзвичайно чутливим до електромагнітних випромінювань. Зоровий аналізатор складається з рецепторів-паличок 1 і колбочок 2 (рис. 131), сітківки, зорових нервів, провідних шляхів у проміжному та середньому мозку і коркової зони в потиличних частках великих півкуль головного мозку. На рис. 131 показано також мікроелектронну фотографію ділянки зовнішнього членика З колбочки (пошарова структура за Рис. 131 Мілнером). За допомогою зору організм сприймає інтенсивність освітлення, колір предметів, їхню форму, розмір, розміщення, переміщення в просторі та віддаль до них.

Робота 160. Офтальмоскопія Мета досліду: вивчити методику дослідження дна ока в тварин. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (кролик), 0,2%-й розчин атропіну, офтальмоскоп, двоопукла лінза, переносна електролампа, піпетка очна. Хід досліду. За 8–10 хв до початку досліду в кон’юнктивальний мішок досліджуваного ока вводять краплю 0,2%-го розчину атропіну. Останній розширює зіницю, і тоді краще видно дно ока. Дослід проводять в затемненій кімнаті. Лампу ставлять збоку і трохи ззаду фіксованого кролика. Притуливши до ока тварини двоопуклу лінзу, експериментатор ввігнутим дзеркалом наводить промінь світла на зіницю кролика і через отвір офтальмоскопа розглядає дно ока. На рис. 132, а зображено офтальмоскоп, а на рис. 132, б — хід променів у ньому, де 1 — досліджуване око; 2 — джерело світла; 3 — лінза; 4 — ввігнуте дзеркало; 5 — око дослідника; d — обернене й збільшене 235


Рис. 132

Рис. 133

зображення сітківки; О — офтальмоскоп. На рис. 133 показано дно ока: 1 — жовта пляма; 2 — центральна ямка; 3 — сліпа пляма (місце виходу зорового нерва); 4 — вени сітківки; 5 — артерії сітківки. Під час дослідження звертають увагу на сосок (місце виходу зорового нерва): на його розміри, форму, колір, стан судин. Потім досліджують сітківку ока. Контрольні запитання

1. Що таке аналізатор? З яких частин він складається? 2. Назвіть всі аналізатори.

Робота 161. Доказ існування сліпої плями (дослід Маріотта) Мета досліду: відшукати сліпу пляму сітківки ока. Для роботи необхідно: аркуш білого паперу, олівець, лінійка. Хід роботи. На папері малюють прямокутник розміром 10  3 см із зображенням кружечка діаметром 1,5 та хрестика 0,5 см. Віддаль між 236


ними — 6–8 см (рис. 134). Закривають ліве око, а правим дивляться на кружечок, відсовуючи поступово зображення. На певній віддалі від ока (20–25 см) Рис. 134 зображення хрестика зникає. Пояснюється це тим, що промінь від хрестика потрапляє на сліпу пляму ока (місце виходу зорового нерва), де немає ні паличок, ні колбочок. Контрольні запитання 1. Будова сітківки. 2. Фотохімічні процеси в сітківці.

Робота 162. Зіничний рефлекс Мета досліду: спостереження за зміною діаметра зіниці отвору в райдужній оболонці ока (залежно від інтенсивності освітлення). Для роботи необхідно: піддослідна тварина (кролик), джерело світла, олівець. Хід роботи. В піддослідної тварини розглядають зіницю ока при звичайному денному освітленні. Потім очі кролика закривають долонею і через 20–30 с долоню швидко віднімають. Спостерігають звуження зіниць, які розширилися в темряві. Ввімкнену електричну лампочку то підносять до ока кролика, то віддаляють. Різне освітлення ока супроводжується зміною діаметра зіниць. Аналогічні досліди можна провести й на людині. Досліджуваний фіксує погляд на олівці (1 м від ока), після чого олівець швидко наближають до очей. Настає звуження зіниць і зведення (конвергенція) зорових осей. Контрольні запитання 1. Коли настає звуження, а коли розширення зіниці? 2. Будова та іннервація райдужної оболонки. 3. Дія адреналіну та атропіну на зіницю. 4. Значення конвергенції та дивергенції в оцінці віддалення предмета від ока.

237


Робота 163. Рефлекси при подразненні рогівки Мета досліду: спостереження за рефлексами при подразненні рогівки. Для роботи необхідно: піддослідні тварини (кролик, коза, кінь, корова), кінський волос або пір’їнка. Хід роботи. Волоском або пір’їнкою дотикаємося до рогівки ока піддослідної тварини. У відповідь на подразнення рогівки спостерігається рефлекторне закривання повік, рухи голови. Тривале подразнення викликає сльозотечу. Контрольні запитання 1. Захисні пристосування ока. 2. Світлопереломлювальні та світлочутливі середовища ока. 3. Фізіологічне значення камерної вологи.

Робота 164. Акомодація ока Мета досліду: спостереження акомодації шляхом визначення найближчої точки ясного бачення. Для роботи необхідно: шматочки картону, шпильки, лінійка. Хід роботи. Шпилькою в картоні роблять два отвори. Віддаль між ними не повинна перевищувати 1,5 мм. Розглядають шпильку через отвори в картоні на віддалі 3–4 см від ока. Потім шпильку поступово віддаляють доти, поки вона не перестане подвоюватись (проміння від предмета сходиться на сітківці). Вимірюють віддаль від картону до шпильки. Воно й відповідає найближчій точці ясного бачення (для нормального ока 10–15 см). З віком кришталик ущільнюється, опуклість його зменшується, точка найближчого бачення відсувається в далечінь, настає стареча далекозорість (пресбіопія). Контрольні запитання 1. Що таке акомодація та адаптація ока? 2. Яке око називають короткозорим, а яке далекозорим, чому?

238


Робота 165. Світловий контраст Мета досліду: ознайомитись з явищами одночасної індукції. Для роботи необхідно: кольорові олівці, папір, лінійка. Хід роботи. На чорному та білому папері малюють сірий квадрат 2,5  2,5 см (рис. 135). На білому фоні квадрат має темніший вигляд, а на чорному — світліший. Пояснюється це одночасною індукцією. Під впливом білого кольору збудливість одних нейронів коркової частини зорового аналізатора підвищується, а інших — зниРис. 135 жується. Контрольні запитання 1. Відмінності одночасної індукції від послідовної. 2. Що називають позитивною та негативною індукцією? Наведіть приклад.

Робота 166. Визначення кольорових аномалій (дальтонізм) Мета досліду: ознайомлення з методикою визначення кольорових аномалій. Для роботи необхідно: набір кольорових олівців, вовняних ниток. Хід роботи. Досліджуваному пропонують підібрати на сірому фоні кольори, що мають схожість із запропонованим експериментатором. Дослідження рекомендується проводити з трьома кольорами: світлозеленим, рожевим і яскраво-червоним. Контрольні запитання 1. Функціональне значення паличок і колбочок. 2. Трикомпонентна теорія кольорового зору Ломоносова–Гельмгольца.

239


Робота 167. Зорові ілюзії Мета досліду: ознайомитись з явищами іррадіації у зоровому аналізаторі. Для роботи необхідно: папір, лінійка, олівець. Хід роботи. На папері викреслюють дві лінії однакової довжини, але з різним напрямом додаткових штрихів. При розгляді ліній одна з них здається довшою (рис. 136, а). Світлий квадрат на чорному фоні здається більшим, ніж темний на білому фоні (рис. 136, б). Темний костюм дещо зменшує повноту, а світлий підкреслює її (рис. 136, в). На білому аркуші паперу малюємо фігуру темного кольору (рис. 137). Фіксуємо погляд на темній фігурі, яка має вигляд вази, не помічаючи двох зображень обличчя людини. Через деякий час ці зображення стають помітними.

Рис. 136

Рис. 137

Контрольні запитання 1. Що таке астигматизм? 2. Сферична та хроматична аберації. 3. Що називається ілюзією?

240


Робота 168. Бінокулярний зір Мета досліду: підтвердити в експерименті, що при розгляді предметів двома очима ми відчуваємо обсяг і глибину розташування предмету. Для роботи необхідно: олівець, текст книги. Хід роботи. Читаючи, перед очима ставимо олівець і закриваємо одне око. При цьому окремі літери випадають з поля зору. Двома очима читаємо без перешкод, незважаючи на непрозорість олівця. Контрольні запитання 1. Фізіологічне значення кришталика. 2. Що таке бінокулярний зір?

СЛУХОВИЙ АНАЛІЗАТОР За допомогою аналізатора слуху організм сприймає силу, висоту, тембр та місце розташування джерела звука. Сила, або гучність звуку залежить від розміру тіла, що коливається, амплітуди його коливання та віддалі до нього. Висота звука пов’язана з частотою коливання тіла. Тембр звука залежить від кількості обертонів та їхньої інтенсивності. Напрям звука визначається двовушним слуханням. У ссавців слуховий аналізатор складається з вуха, де є рецепторний апарат, слухового нерва та скроневої зони кори великих півкуль.

Робота 169. Визначення гостроти слуху Мета досліду: визначити в досліджуваного гостроту слуху — максимальну віддаль, з якої чутно цокання секундоміра або годинника. Для роботи необхідно: секундомір або годинник, рулетка, вата. Хід роботи. В тиші досліджуваний, затуливши ватою ліве вухо, поступово наближається до столу, де цокає секундомір. Рулеткою визначають найбільшу віддаль, з якої досліджуваний вперше почув звуки секундоміра. 241


Такі дослідження проводять і з правим вухом. Отримані результати порівнюють. Контрольні запитання 1. Складові частини слухового аналізатора. 2. Фізіологічне значення зовнішнього та середнього вуха.

Робота 170. Визначення локалізації звуку Мета досліду: встановити здатність досліджуваного визначати місце джерела звуку. Для роботи необхідно: секундомір, сантиметрова лінійка, фонендоскоп з трубками різної довжини, камертон, вата. Хід роботи. Досліджуваний із закритими очима підходить до столу, на якому лежить секундомір, прислуховується і за звуком секундоміра пальцем показує місце його розташування. Помилку визначають лінійкою. Те ж саме роблять, затуливши одне вухо ватою. Порівнюють результати слухання двома вухами і одним вухом. Досліджуваний закриває очі й сідає на стілець спиною до експериментатора. У вуха вставляють оливи трубок фонендоскопа. Позаду досліджуваного до мембрани фонендоскопа підносять камертон, що звучить. Досліджуваний сприймає звук, який лунає ззаду, по середній лінії. Зміщення експериментатором мембрани фонендоскопа в різні боки не викликає в досліджуваного відчуття зміни розміщення предмета, що звучить. Потім одну з трубок фонендоскопа замінюють вкороченою. При цьому досліджуваний відчуває переміщення джерела звуку в бік короткої трубки. Це пов’язано з тим, що звукові хвилі раніше досягають кортієвого органа того вуха, до якого звуки надходять з вкороченої трубки. Контрольні запитання 1. Будова внутрішнього вуха. 2. Як тварина визначає напрямок звуку?

242


Робота 171. Кісткова і повітряна провідність звука Мета досліду: встановити, яка провідність звука вища — кісткова чи повітряна. Для роботи необхідно: камертон. Хід роботи. Ніжку камертона, що звучить, прикладають до верхівки черепа і тримають до зникнення відчуття звука. Після цього камертон швидко підносять до зовнішнього слухового проходу. Звук знову стає відчутним. Це означає, що повітряна провідність краща за кісткову. Контрольні запитання 1. Суть явища резонансу. 2. Будова кортієвого органа та його значення.

Робота 172. Адаптація слухового аналізатора Мета досліду: підтвердити в експерименті здатність слухового аналізатора до адаптації. Для роботи необхідно: камертони в 100–125 коливань на секунду. Хід роботи. Камертон приводимо в рух і підносимо до вуха, тримаючи доти, поки чути звучання. Далі камертон віддаляємо на 50–60 см і після невеликої паузи повторно наближаємо його до вуха. Досліджуваний знову відчуває звук камертона. Виходить, що при тривалій дії звука вухо здатне адаптуватись, тобто пристосовуватись до звукового подразнення. Контрольні запитання 1. Від чого залежить сила, висота та тембр звука? 2. Фізіологічне значення євстахієвої труби.

Робота 173. Зв’язок між слухом і зором Мета досліду: підтвердити в експерименті зв’язок між сприйняттям звукових та світлових подразнень. Для роботи необхідно: кишеньковий або ручний годинник, електрична лампочка. 243


Хід роботи. На стіл кладуть годинник. Піддослідний наближається до стола з тим, щоб було чути слабке цокання годинника. В цей час вмикають електричну лампочку. Яскраве світло гальмує сприйняття звуку. Контрольні запитання 1. Що таке звук? 2. Поясніть, чому яскраве світло гальмує слухове збудження?

НЮХОВИЙ АНАЛІЗАТОР Нюховий аналізатор найдавніший, що розвивався задовго до появи зору та слуху. Адекватним подразником для нього є газоподібні легкі речовини. У ссавців нюхові рецептори-клітини розміщуються в слизовій оболонці задньої частини верхнього носового ходу. Нюхові рецептори — це біополярні нейрони з видовженими клітинними тілами, оточені опорними клітинами. Верхня частина їх виходить на поверхню слизової й закінчується війками. Аксони рецепторних клітин збираються в пучки, проходять ґратчасту кістку і вступають в контакт з нейронами цибулин головного мозку. Від цибулин імпульси йдуть до ядер амонового рогу та кори великих півкуль.

Робота 174. Адаптація нюхового аналізатора до запахів Мета досліду: підтвердити в експерименті адаптацію нюхового аналізатора до запахів. Для роботи необхідно: камфорний спирт, настойка йоду. Хід роботи. Пахучу речовину — камфорний спирт або настойку йоду вдихаємо через ніс, а видихаємо через рот. Через певний час відчуття запаху зникає. Після зникнення відчуття запаху відмічаємо час, протягом якого сприймався запах пахучої речовини. Втрата організмом сприймання запахів пов’язана із зниженням збудливості рецепторного апарата. 244


Швидкість зниження збудливості залежить від концентрації розчинів: чим міцніша концентрація речовини, тим швидше настає зниження збудливості рецепторів. Контрольні запитання 1. Фізіологічний механізм адаптації. 2. Складові частини нюхового аналізатора.

ШКІРНИЙ АНАЛІЗАТОР Однією з важливих функцій шкіри є сприйняття зовнішніх подразнень. У шкірі містяться рецептори, подразнення яких викликає тактильне (дотику й тиску), температурне (тепла й холоду) та больове відчуття. Тактильні подразнення сприймаються тільцями Меркеля, Мейснера, Фатер-Пачіні, холодові — колбочками Краузе, теплові — гронами Руффіні, больові подразнення — вільними нервовими закінченнями,

Рис. 138

245

Фізіологія сільськогосподарських тварин

розміщеними між епітеліальними клітинами або в їхній цитоплазмі (рис. 138, де а — вільні нервові закінчення; б — тільце Меркеля; в — тільце Мейснера; г — нервове сплетення навколо волосяної цибулини; д — колба Краузе; е — тільце Гольджі-Мацоні).

Робота 175. Рефлекси, які мають клінічне значення Мета досліду: ознайомитись з деякими рефлексами, що використовуються у ветеринарії. Для роботи необхідно: піддослідна тварина (кінь), волосяна щіточка, прилад з гострим наконечником, прилад з наконечником у вигляді куба (площа тиску до 100 мм2). Хід роботи. Коня фіксують в станку або за вуздечку, дотримуючись правил безпеки. 1. Рефлекс вінчика. Приладом з наконечником у вигляді куба натискують на шкіру вінчика тварини до появи руху кінцівки. При появі больової чутливості враховують збудливість тварини, силу подразнення, тривалість і характер реакції. 2. Рефлекс холки і пахвини. Волосяною щіточкою доторкаються до шерсті холки та паху. Подразнення викликає скорочення підшкірних м’язів і дрижання шкіри. 3. Рефлекс хвоста. Дотик до шкіри внутрішньої поверхні хвоста супроводжується притисненням хвоста до проміжності. 4. Анальний рефлекс. Подразнення шкіри в ділянці ануса викликає скорочення зовнішнього анального сфінктера. Контрольні запитання 1. Функції шкіри. 2. Назвіть рецептори шкіри.

246


Робота 176. Дослід Арістотеля Мета досліду: спостереження тактильної ілюзії. Для роботи необхідно: горошина або невелика кулька. Хід роботи. Перехрестивши вказівний та середній пальці, їхніми суміжними частинами дотикаються до горошини (рис. 139). Виникає відчуття двох горошин.

Рис. 139

У звичайних умовах одночасне подразнення точки а середнього і точки б вказівного пальців можливе тільки двома предметами. Це веде до утворення в тім’яній частині кори великих півкуль відповідного відчуття, яке й є джерелом даної ілюзії. Ефект досліду Арістотеля можна отримати, торкаючись перехрещеними пальцями до кінчика носа. Контрольні запитання 1. Суть тактильної ілюзії. 2. Що відбивають наші відчуття? 3. Як можна перевірити дані органів відчуття?

Робота 177. Адаптація температурної чутливості Мета досліду: ознайомитись з адаптацією (звиканням) холодових та теплових рецепторів шкіри. Для роботи необхідно: три ванночки з водою (в першій ванночці температура води 10°С, в другій — 25, в третій — 40°С), термометри. 247


Хід роботи: Кисть лівої руки занурюють в холодну воду з температурою 10°С, а правої — у воду з температурою 40°С. Через 2–5 хв, коли зникне температурне відчуття, обидві кисті швидко переносять у воду з температурою 25°С. При цьому ліва рука буде відчувати тепло, а права — холод. Контрольні запитання 1. Чим пояснюється різниця в сприйнятті рецепторами шкіри температури 25°С? 2. Причина адаптації.

Робота 178. Визначення холодових, теплових і больових точок шкіри Мета досліду: знайти на шкірі людини рецептори, подразнення яких дає відчуття холоду, тепла та болі. Для роботи необхідно: шпильки, крижана вода, кип’яток, олівці червоного, зеленого та синього кольорів, лінійка. Хід роботи. На тильній поверхні шкіри кисті руки досліджуваному окреслюють олівцем ділянку розміром 2  2 см. Спочатку холодною, а потім нагрітою до 60°С голівкою шпильки торкаються до різних точок окресленої поверхні. Знайдені холодові точки відмічають синім, а теплові — червоним олівцем. Вістрям шпильки знаходять больові точки і відмічають зеленим олівцем. Підраховують і порівнюють кількість холодових, теплових і больових точок на 1 см2 поверхні шкіри. Примітка. У людини на 1 см поверхні шкіри в середньому 50 больових, 25 тактильних, 12 холодових та 1–2 теплових точок. Контрольні запитання 1. Що таке вібриси та яке фізіологічне значення їх? 2. Де найбільше точок тактильної чутливості?

248


Робота 179. Визначення просторового порога (естезіометрія) Мета досліду: визначити просторовий поріг на різних ділянках шкіри людини. Для роботи необхідно: естезіометри (рис. 140) або креслярський циркуль з затупленими кінцями, лінійка, пов’язка на очі. Хід роботи. Визначення просторового порога, тобто найменшої віддалі між двома подразнювальними точками шкіри, коли досліджуваний відчуває два окремих дотики, здійснюється так. Попередньо проводять кілька дослідів, щоб Рис. 140 досліджуваний міг вільно розпізнавати відчуття одного і двох дотиків. Ніжки естезіометра слід прикладати до шкіри одночасно і з однаковим тиском. Потім досліджуваному закривають очі й, торкаючись до шкіри ніжками естезіометра, запитують в нього, скільки він відчуває дотиків — один чи два. При певній віддалі між ніжками досліджуваний замість одного починає сприймати два подразнення. Ця віддаль і буде пороговою. Дослід проводять в певній послідовності. Спочатку досліджують кінчики пальців, потім кінчик носа, лоб, передпліччя та шию. Примітка. Значення просторового порога залежить від місця розташування досліджуваної ділянки шкіри. Так, на шкірі спини та шиї воно дорівнює 40–70 мм, на плечі та передпліччі — 25–40, на лобі — 20–25, на кінчику носа — 6–7, на кінцях пальців рук — 2 мм. Контрольні запитання 1. Що таке просторовий поріг? 2. Де найбільша гострота відчуття дотику? 3. Як називаються рецептори утворення, які сприймають дотик і тиск?

249


АНАЛІЗАТОР РІВНОВАГИ У рівновазі, здійсненні рухів та положенні тварини в просторі найбільше значення має вестибулярний аналізатор, або аналізатор рівноваги, представлений переддвер’ям внутрішнього вуха, півколовими каналами, вестибулярним нервом і корковою частиною півкуль головного мозку. Адекватним подразником рецепторних клітин вестибулярного аналізатора є зміна положення голови і всього тіла.

Робота 180. Руйнування півколових каналів у жаби Мета досліду: спостереження за поведінкою жаби, у якої зруйновано півколові канали. Для роботи необхідно: жаба, коркова дощечка, шпильки, очні ножиці, гострокінцевий та списоподібний скальпелі, хірургічний пінцет, тампони, посудина з водою. Хід роботи. Жабу фіксують шпильками на корковій дощечці черевцем догори. Ротову порожнину широко розкривають, захопивши пінцетом нижню щелепу та язик. Ножицями розрізають слизову основу черепа і знаходять покривно-клиновидну кістку, хрестоподібної форми, по краях якої видно білі точки (лабіринти, позначені хрестиками на рис. 141).

Рис. 141

250

Рис. 142


Далі в одній з точок гострокінцевим скальпелем просвердлюють отвір, куди вводять вістря списоподібного скальпеля. Вміст лабіринтів (густу білу масу) переносять на предметне скельце для розгляду під мікроскопом. Голова і тулуб такої жаби нахилені в бік зруйнованого лабіринту. Кінцівки з оперованого боку піджаті, а із здорового — дещо витягнуті (рис. 142). Рухи — по колу в оперований бік. В посудині з водою жаба також рухається по колу, нерідко перевертаючись навколо поздовжньої осі. При двобічному руйнуванні лабіринту положення голови пряме, однак порушення координації рухів більш виражене. Жаба часто плаває на спині. Статокінетичні рефлекси у неї відсутні. Контрольні запитання 1. З чого складається периферична частина аналізатора рівноваги? 2. Наслідки руйнування вестибулярного апарата. 3. Зв’язок аналізатора рівноваги з іншими аналізаторами.

Робота 181. Розглядання отолітів під мікроскопом Мета досліду: ознайомитись з формою отолітів і з’ясувати їхнє фізіологічне значення. Для роботи необхідно: предметне скельце, вміст лабіринтів, мікроскоп, покривне скельце, вода, очна піпетка. Хід роботи. Вміст лабіринтів наносять на предметне скельце, додають краплину води, розмішують, накривають покривним скельцем і розглядають під мікроскопом. Отоліти — мікроскопічні кристали вуглекислого вапна або арагоніту овальної форми, різного розміру (рис. 143). Рис. 143 Контрольні запитання 1. Адекватні подразники отолітового апарата та півколових каналів. 2. Як визначається положення організму при невагомості?

251


АНАЛІЗАТОР СМАКУ Аналізатор смаку належить до контактних. За допомогою смакової чутливості тварина визначає хімічні властивості речовини, розчиненої в рідинах харчу або слини, і тим самим відрізняє їстівне від неїстівного.

Рис. 144

У сільськогосподарських тварин рецепторний апарат смакового аналізатора представлений смаковими цибулинами, розміщеними в сосочках — невеликих підвищеннях язика, піднебіння, гортані та глотки (рис. 144, де а — ниткоподібні сосочки; б — грибоподібні; в — жолобоподібні; г — листоподібні). Кожна цибулина має 10–15 смакових рецепторів у вигляді видовжених клітин з мікроворсинками, які виступають на поверхні цибулин (рис. Рис. 145 145, де 1 — мікроворсинки; 2 — епітелій; 3 — смакові клітини; 4 — нервові волокна). Нервові імпульси від смакових цибулин по язиковому, язикоглотковому та лицьовому нервах надходять в довгастий мозок і далі в зорові горби. Корковий центр смаку поки що точно не встановлено. Розпізнають солоний, солодкий, гіркий та кислий смаки.

252


Робота 182. Визначення порога смакових відчуттів Мета досліду: ознайомитись з методикою визначення порога смакового відчуття. Для роботи необхідно: дистильована вода, глюкоза, хлористий натрій, лимонна кислота, солянокислий хінін, 50-грамові колбочки, водяна баня. Хід роботи. Заздалегідь готують розчини такої концентрації: глюкози в розведенні 1:10000 — 1000 — 100 — 10, натрію хлориду — 1:100000 — 10000 — 1000 — 100; лимонної кислоти — 1:10000 — 1000 — 100 — 10; солянокислого хініну — 1:1000000 — 10000 — 1000 — 100. Розчини перед початком досліду підігрівають до 30°С. Досліди рекомендується проводити одночасно на двох досліджуваних. Кожному з них наливають в колбочку до 5 мл одного і того ж розчину найменшої концентрації, пропонують обполоскати ним ротову порожнину і виплюнути. Якщо досліджувані не визначили смаку розчину, через 2–3 хв проводять наступну пробу з тим самим розчином, але більш високої концентрації. Після кожної проби рот слід обполоскати дистильованою водою. Визначивши поріг відчуття однієї речовини, переходять до дослідження другої. Контрольні запитання 1. Що таке поріг смакової чутливості? 2. Як визначити смакову чутливість у тварин? 3. Які смакові відчуття мають тварини?

253


ОСНОВНА ЛІТЕРАТУРА 1. Базанова Н. У., Голиков А. К., Кожебяков З. К. и др. Физиология сельскохозяйственных животных. — М.: Колос, 1980. — 480 с. 2. Георгиевский В. И. Физиология сельскохозяйственных животных. — М.: Агропромиздат, 1990. — 511 с. 3. Костин А. И., Мещеряков Ф. А, Сысоев А. А. Физиология сельскохозяйственных животных. — М.: Колос, — 2 изд., 1983. — 480 с. 4. Науменко В. В., Дячинський А. С, Демченко В. Ю., Дерев’янко I. Д. Фізіологія сільськогосподарських тварин. — К.: Сільгоспосвіта, 1994. — 509 с. 5. Науменко В. В., Дячинський А. С., Демченко В. Ю. та ін. Фізіологія сільськогосподарських тварин: Практикум. — К.: Либідь, 1993. — 222 с. 6. Науменко В. В., Федий Е. М., Дячинский А. С. и др. Физиология сельскохозяйственных животных: Практикум. — К.: УСХА, 1990. — 216 с. 7. Науменко В. В., Дячинський А. С, Демченко В. Ю., Дерев’янко I. Д. Фізіологія сільськогосподарських тварин: Практикум. — К.: Агропромвидав України, 1999. — 222 с.

ДОДАТКОВА ЛІТЕРАТУРА 1. Азимов Г. И., Криницин Д. Я., Попов Н. Ф. Физиология сельскохозяйственных животных. — М.: Сов. наука, — 2 изд., 1958. — 584 с. 2. Георгиевский В. И. Практическое руководство по физиологии сельскохозяйственных животных. — М.: Высш. шк., 1976. — 352 с. 3. Сравнительная физиология животных: Пер. с англ. / Под ред. Л. Проссера. — М.: Мир, 1978. 4. Науменко В. В. Анализаторы. — Киев: УСХА, 1991. — 72 с. 5. Федий Е. М., Науменко В. В. Физиология сельскохозяйственных животных. — К.: Вища шк., 1978. — 416 с. 6. Ярослав С. Ю., Ананенко М. Т. Практикум з фізіології людини і тварини. — К.: Вища шк., 1976. — 380 с.

254

ЗМІСТ Передмова (проф. В. В. Науменко) .................................................... 3 Основні положення фізіологічного експерименту (доц. А. С. Дячинський, доц. І. Д. Дерев’янко) ..................................... 4 Методи вивчення травлення в тварин в хронічних дослідах ...............17 Лабораторно-практичні роботи. Травлення .................................... 592 Травлення (доц. І. Д. Дерев’янко) .....................................................38 Робота 1. Спостереження за прийомом корму і води тваринами ....... 39 Робота 2. Роль слини в акті ковтання ........................................................... 40 Робота 3. Секреція слини на харчові і нехарчові подразники ............. 41 Робота 4. Дослідження ферментів слини .................................................... 43 Робота 5. Виявлення муцину в слині ............................................................ 44 Робота 6. Вивчення реакції (рН) слини....................................................... 45 Робота 7. Отримання шлункового соку в коня за допомогою носостравохідного зонда ................................................................................... 46 Робота 8. Спостереження за секрецією шлункового соку з ізольованого шлуночка собаки (за І. П. Павловим) ............................. 47 Робота 9. Визначення кислотності шлункового соку ............................. 48 Робота 10. Дослідження дії шлункового соку на білок .......................... 49 Робота 11. Дослідження дії шлункового соку за методом Метта ....... 50 Робота 12. Дослідження дії хімозину............................................................ 51 Робота 13. Дослідження целюлозолітичної активності мікроорганізмів рубця........................................................................................ 51 Робота 14. Дослідження легких жирних кислот у в місті рубця ......... 52 Робота 15. Спостереження за інфузоріями у вмісті рубця і підрахунок їх кількості .................................................................................... 53 Робота 16. Спостереження за процесом жуйки......................................... 55 Робота 17. Дослідження моторної функції рубці ..................................... 55 Робота 18. Евакуаторна функція шлунка .................................................... 57 Робота 19. Запис моторики шлунка в собаки ............................................ 58 Робота 20. Спостереження перистальтики кишок в гострому досліді ..... 60 Робота 21. Скорочення ізольованого відрізка тонкої кишки ............... 61 Робота 22. Дослідження ферментативної дії соку підшлункової залози ....................................................................................................................... 62 Робота 23. Дослідження жовчі ........................................................................ 64

255


Робота 24. Вивчення секреції соку підшлункової залози і жовчі в гострому досліді ................................................................................................ 65 Робота 25. Секреція кишкового соку ............................................................ 66 Робота 26. Ферментативні властивості кишкового соку ....................... 67 Робота 27. Вивчення механізму всмоктування в гострому експерименті .......................................................................................................... 68 Робота 28. Дослідження пристінкового травлення в кишечнику ....... 69 Кров (доц. В. Ю. Демченко) .............................................................71 Робота 29. Взяття крові в тварин ................................................................... 72 Робота 30. Визначення об’ємних співвідношень плазми і формених елементів крові ..................................................................................................... 75 Робота 31. Одержання плазми, сироватки і фібрину .............................. 75 Робота 32. Визначення в’язкості крові, плазми і сироватки ................. 76 Робота 33. Визначення реакції крові............................................................. 77 Робота 34. Визначення буферності сироватки крові............................... 78 Робота 35. Підрахунок кількості еритроцитів ........................................... 79 Робота 36. Підрахунок кількості лейкоцитів ............................................. 82 Робота 37. Виведення лейкоцитарної формули ........................................ 83 Робота 38. Визначення кількості гемоглобіну в крові (за Салі) ......... 86 Робота 39. Обчислення кольорового показника ....................................... 87 Робота 40. Спектральний аналіз крові ......................................................... 88 Робота 41. Одержання кристалів геміну...................................................... 90 Робота 42. Одержання кристалів гемоглобіну .......................................... 91 Робота 43. Визначення осмотичної стійкості еритроцитів ................... 92 Робота 44. Швидкість осідання еритроцитів (ШОЕ) ............................. 93 Робота 45. Фагоцитоз ......................................................................................... 94 Робота 46. Визначення швидкості зсідання крові .................................... 95 Робота 47. Визначення груп крові ................................................................. 96 Робота 48. Визначення резус-фактора ......................................................... 98 Фізіологія серця (доц. А. С. Дячинський) ....................................... 100 Робота 49. Графічна реєстрація серцевих скорочень (кардіографія) ...101 Робота 50. Світлова реєстрація скорочень серця ...................................103 Робота 51. Збудливість серцевого м’яза. Явище рефрактерності. Екстрасистола .....................................................................................................104 Робота 52. Автоматія серцевого м’яза. Дослідження провідної системи серця за допомогою лігатур (перев’язок) Станніуса ............106 Робота 53. Спостереження за скороченням шматочка серця жаби з синусним вузлом .............................................................................................108 Робота 54. Робота серця поза межами організму (ізольоване серце жаби) ......................................................................................................................109

256

Зміст

Робота 55. Вплив подразнення вагосимпатичного нервового сплетення на роботу серця .............................................................................110 Робота 56. Рефлекторна зупинка серця жаби (дослід Гольца)..........112 Робота 57. Окосерцевий (тригеміновагальний) рефлекс ....................114 Робота 58. Вплив тепла і холоду на роботу серця ..................................115 Робота 59. Вплив гормонів (адреналіну) і електролітів (іонів кальцію та калію) на роботу серця ..............................................................116 Робота 60. Дослідження тонів серця (аускультація серця) ................118 Робота 61. Дослідження серцевого поштовху..........................................119 Робота 62. Перкусія (вистукування) серця ..............................................120 Робота 63. Біоструми серця. Електрокардіографія ...............................121 Кровообіг (доц. А. С. Дячинський) ................................................. 124 Робота 64. Спостереження за рухом крові в кровоносних судинах язика, легень, брижейки і плавальній перетинці жаби .........................125 Робота 65. Дослід Бернара на судинах вуха кроля ................................127 Робота 66. Рефлекторні зміни просвіту кровоносних судин (спряжені судинні рефлекси) ........................................................................129 Робота 67. Дослідження пульсу в сільськогосподарських тварин ...130 Робота 68. Визначення тиску крові за методом Короткова ................131 Робота 69. Порівняльна оцінка кров’яного тиску в артеріях і венах. Вплив адреналіну на кров’яний тиск ..........................................................133 Робота 70. Реєстрація тиску крові в гострому досліді на собаці .......134 Робота 71. Лімфатичні серця жаби ..............................................................136 Дихання (доц. А. С. Дячинський) ................................................... 137 Робота 72. Роль діафрагми в процесах вдиху і видиху .........................137 Робота 73. Роль міжреберних м’язів у процесах вдиху і видиху .......139 Робота 74. Значення негативного тиску в плевральній порожнині для функціонального стану легень ..............................................................140 Робота 75. Графічна реєстрація дихальних рухів грудної клітки (пневмографів) ...................................................................................................142 Робота 76. Визначення дихального, додаткового, резервного об’ємів повітря і життєвої ємності легень (спірометрія) ....................................143 Робота 77. Визначення легеневої вентиляції і хвилинного об’єму легень .....................................................................................................................145 Робота 78. Якісне визначення вмісту вуглекислого газу у вдихуваному і видихуваному повітрі ......................................................147 Робота 79. Спостереження за діяльністю миготливого епітелію ......149 Робота 80. Спостереження за дифузією вуглекислого газу через паренхіму (тканину) легень ...........................................................................150 Робота 81. Вислуховування (аускультація) і вистукування (перкусія) легень ...............................................................................................151

257


Робота 82. Рефлекторна регуляція дихання.............................................153 Робота 83. Дослідження впливу вуглекислого газу на дихальний центр (дослід Фредеріка)................................................................................154 Обмін речовин і енергії (доц. В. Ю. Демченко) ................................. 156 Робота 84. Визначення витрат енергії тваринами за газообміном (непряма калориметрія) ..................................................................................156 Робота 85. Вимірювання температури тіла в тварин ............................160 Фізіологія виділення..................................................................... 162 Робота 86. Одержання сечі в тварин ...........................................................162 Робота 87. Визначення густини сечі ...........................................................163 Робота 88. Визначення реакції сечі .............................................................164 Робота 89. Визначення ацетонових тіл в сечі ..........................................165 Робота 90. Визначення цукру в сечі ............................................................166 Робота 91. Визначення білка в крові ...........................................................167 Робота 92. Спостереження за процесом сечовиділення в гострому досліді ....................................................................................................................167 Внутрішня секреція (доц. І. Д. Дерев’янко)...................................... 169 Робота 93. Видалення статевих залоз (кастрація) в півнів .................169 Робота 94. Вплив адреналіну на зіницю ока.............................................170 Робота 95. Вплив адреналіну і пітуїтрину на хроматофори ...............171 Робота 96. Видалення гіпофізу в жаби .......................................................171 Робота 97. Вплив інсуліну на рівень цукру в крові ...............................172 Робота 98. Стимулювання линяння в курей препаратами щитовидної залози.............................................................................................173 Робота 99. Вплив щитовидної залози на розвиток пуголовків ..........174 Робота 100. Вплив пітуїтрину на діурез.....................................................174 Робота 101. Сперматозоїдна реакція Галлі–Майніні ............................175 Розмноження (доц. І. Д. Дерев’янко) .............................................. 176 Робота 102. Фази статевого циклу в гризунів .........................................176 Робота 103. Реєстрація скорочення матки в тварин ..............................178 Робота 104. Вивчення будови і рухів сперматозоїдів............................179 Робота 105. Підрахунок кількості сперматозоїдів..................................180 Робота 106. Вивчення впливу різних факторів на сперматозоїди....181 Робота 107. Вплив гонадатропіну на функцію розмноження тварин...182 Робота 108. Визначення рН сперми ............................................................183 Лактація (доц. І. Д. Дерев’янко)...................................................... 184 Робота 109. Отримання окремих частин молока ....................................184 Робота 110. Визначення внутрішньоцистернального тиску в лактуючої кози до і під час доїння ............................................................185

258

Зміст

Робота 111. Визначення ємності вим’я в корів........................................186 Робота 112. Вироблення умовного рефлексу на виділення молока...187 Робота 113. Визначення швидкості молоковіддачі................................187 Робота 114. Визначення фізичних властивостей молока ....................188 Робота 115. Спостереженая за жировими кульками молока під мікроскопом..................................................................................................189 Робота 116. Визначення процента жиру в молоці ..................................190 Робота 117. Визначення кислотності молока ..........................................191 Робота 118. Визначення густини молока ..................................................191 Фізіологія м’язів і нервів (проф. В. В. Науменко) ............................ 193 Робота 119. Виготовлення нервово-м’язового препарату ...................193 Робота 120. Вплив різних подразників на нервово-м’язовий препарат ................................................................................................................195 Робота 121. Пряме і непряме подразнення м’яза....................................195 Робота 122. Визначення порога збудливості............................................196 Робота 123. Поодиноке скорочення нестомленого і стомленого м’яза...197 Робота 124. Тетанічне скорочення м’яза ...................................................198 Робота 125. Еластичні та пластичні властивості м’язів........................199 Робота 126. Вплив навантаження на роботу м’яза .................................200 Робота 127. Динамометрія ..............................................................................201 Робота 128. Локалізація втомлення ............................................................202 Робота 129. Перший дослід Гальвані ..........................................................202 Робота 130. Другий дослід Гальвані ............................................................203 Робота 131. Реєстрація струму пошкодження за допомогою стрілочного гальванометра .............................................................................204 Робота 132. Вторинний тетанус (дослід Матеуччі) ...............................205 Робота 133. Парабіоз нерва ............................................................................205 Робота 134. Полярний закон..........................................................................207 Робота 135. Фізіологічний електротон ......................................................208 Робота 136. Закон скорочення ......................................................................209 Фізіологія центральної нервової системи (проф. В. В. Науменко) ..... 211 Робота 137. Спинномозкові рефлекси та їхні рецептивні поля ........211 Робота 138. Аналіз рефлекторної дуги .......................................................212 Робота 139. Визначення часу рефлексу та його залежності від сили подразника ..........................................................................................214 Робота 140. Роль дорсальних і вентральних корінців спинного мозку ...215 Робота 141. Іррадіація збудження................................................................216 Робота 142. Сумація збудження ...................................................................217 Робота 143. Рефлекторний тонус .................................................................217 Робота 144. Домінанта збудження ...............................................................218

259


Робота 145. Сєченівське гальмування ........................................................219 Робота 146. Гальмування спинномозкових рефлексів при больовому подразненні рецепторів .............................................................220 Робота 147. Гальмування рефлексів при порушенні кровообігу в спинному мозку...............................................................................................221 Робота 148. Наслідки видалення різних частин головного мозку....222 Робота 149. Гіпноз жаби ..................................................................................223 Робота 150. Дія сідничного нерва на внутрішні органи .......................224 Вища нервова діяльність (проф. В. В. Науменко) ............................. 225 Робота 151. Натуральний умовний рефлекс слиновиділення ...........226 Робота 152. Утворення слиновидільного харчового умовного рефлексу в собаки ..............................................................................................227 Робота 153. Утвореная рухово-оборонного умовного рефлексу в собаки .................................................................................................................228 Робота 154. Утворення рухово-харчового умовного рефлексу у свиней .................................................................................................................229 Робота 155. Зовнішнє гальмування умовних рефлексів ......................231 Робота 156. Згасання умовних рефлексів .................................................231 Робота 157. Диференціювання умовних подразників ..........................232 Робота 158. Диференціювання кольорів у голубів ................................232 Робота 159. Утворення умовних рефлексів у риб ..................................233 Аналізатори (проф. В. В. Науменко) ............................................... 234 Зоровий аналізатор................................................................. 235 Робота 160. Офтальмоскопія .........................................................................235 Робота 161. Доказ існування сліпої плями (дослід Маріотта) ..........236 Робота 162. Зіничний рефлекс ......................................................................237 Робота 163. Рефлекси при подразненні рогівки .....................................238 Робота 164. Акомодація ока ...........................................................................238 Робота 165. Світловий контраст ...................................................................239 Робота 166. Визначення кольорових аномалій (дальтонізм) .............239 Робота 167. Зорові ілюзії.................................................................................240 Робота 168. Бінокулярний зір .......................................................................241 Слуховий аналізатор ............................................................... 241 Робота 169. Визначення гостроти слуху ....................................................241 Робота 170. Визначення локалізації звуку................................................242 Робота 171. Кісткова і повітряна провідність звука ..............................243 Робота 172. Адаптація слухового аналізатора .........................................243 Робота 173. Зв’язок між слухом і зором.....................................................243 Нюховий аналізатор ............................................................... 244 Робота 174. Адаптація нюхового аналізатора до запахів .....................244

260

Зміст

Шкірний аналізатор ................................................................ 245 Робота 175. Рефлекси, які мають клінічне значення.............................246 Робота 176. Дослід Арістотеля ......................................................................247 Робота 177. Адаптація температурної чутливості ..................................247 Робота 178. Визначення холодових, теплових і больових точок шкіри ......................................................................................................................248 Робота 179. Визначення просторового порога (естезіометрія) .........249 Аналізатор рівноваги .............................................................. 250 Робота 180. Руйнування півколових каналів у жаби ............................250 Робота 181. Розглядання отолітів під мікроскопом ..............................251 Аналізатор смаку .................................................................... 252 Робота 182. Визначення порога смакових відчуттів..............................253 Основна література....................................................................... 254 Додаткова література.................................................................... 254

261

НАВЧАЛЬНЕ ВИДАННЯ

Володимир Васильович НАУМЕНКО Анатолій Семенович ДЯЧИНСЬКИЙ Володимир Юхимович ДЕМЧЕНКО Іван Дмитрович ДЕРЕВ’ЯНКО

ФІЗІОЛОГІЯ СІЛЬСЬКОГОСПОДАРСЬКИХ ТВАРИН За редакцією І. Д. Дерев’янка, А. С. Дячинського 3-тє видання, перероблене і доповнене ПРАКТИКУМ Керівник видавничих проектів – Б. А. Сладкевич Дизайн обкладинки – Б. В. Борисов Коректор — С. С. Савченко Підписано до друку 28.07.2009. Формат 60x84 1/16. Друк офсетний. Гарнітура PetersburgC. Умовн. друк. арк. 15,34. Наклад 1000 прим. Видавництво «Центр учбової літератури» вул. Електриків, 23 м. Київ, 04176 тел./факс 425-01-34, тел. 451-65-95, 425-04-47, 425-20-63 8-800-501-68-00 (безкоштовно в межах України) e-mail: [email protected] сайт: WWW.CUL.COM.UA Свідоцтво ДК № 2458 від 30.03.2006

Фізіологія сільськогосподарських тварин. Практикум

Recommend Documents